Medicina regenerativa baseada em tecnologia IPSC para doenças renais

edmund.chen@wecistanche.com

AbstratoCom poucos tratamentos curativos paradoenças renais, atenção crescente tem sido dada à medicina regenerativa como uma nova opção terapêutica. Progressos recentes emrimA regeneração usando células-tronco pluripotentes induzidas por humanos (hiPSCs) é digna de nota. Com base no conhecimento derimdesenvolvimento, a diferenciação direcionada de hiPSCs em doisrimprogenitores, células progenitoras de néfrons (NPCs) e broto ureteral (UB), foi estabelecido, permitindo a geração de néfrons e organoides do ducto coletor. Além disso, humanosrimtecidos podem ser gerados a partir desses progenitores derivados de hiPSC, nos quais glomérulos derivados de NPC erenaltúbulos e ductos coletores derivados de UB são interconectados. O induzidorimos tecidos são ainda mais vascularizados quando transplantados em camundongos imunodeficientes. Em adição aorimreconstrução para uso em transplante, foi demonstrado que a terapia celular usando NPCs derivadas de hiPSC melhoralesão renal(AKI) em camundongos. A modelagem de doenças e a pesquisa de descoberta de medicamentos usando hiPSCs específicos de doenças também foram vigorosamente conduzidas para métodos intratáveis.rimdoenças, como policística autossômica dominantedoenca renal(ADPKD). Na tentativa de abordar as complicações associadas àdoenças renais, células produtoras de eritropoietina (EPO) derivadas de hiPSC foram geradas com sucesso para descobrir drogas e desenvolver terapia celular pararenalanemia. Esta revisão resume o status atual e as perspectivas futuras da biologia do desenvolvimento derime medicina regenerativa baseada em tecnologia iPSC paradoenças renais.

Palavras-chave:iPSC; Regeneração renal; célula progenitora de néfrons; broto ureteral; Terapia celular; Modelagem de doenças, Rim, Renal.

Introdução  Doenças renaiscausam enormes problemas médicos e encargos econômicos em todo o mundo, mas existem poucos tratamentos curativos, excetorenaltransplante, o que é dificultado pela grave escassez de órgãos de doadores [1]. Uma solução é o desenvolvimento de uma estratégia de medicina regenerativa usando células-tronco pluripotentes humanas (hPSCs), como células-tronco embrionárias (hESCs) e células-tronco pluripotentes induzidas (hiPSCs) [2]. Devido ao seu potencial para proliferar infinitamente e se diferenciar em qualquer tipo de célula do corpo, incluindorenalcélulas, espera-se que as hPSCs sirvam como fonte de células para medicina regenerativa, comorimreconstrução e terapia celular. Além disso, hPSCs específicas da doença que têm a predisposição genética para causar a doença específica podem ser usadas para desenvolver modelos para análise patológica e descoberta de drogas, nos quais os tipos de células lesadas diferenciados das hPSCs reproduzem os fenótipos da doença in vitro [2]. Neste artigo, resumi os avanços recentes narimpesquisa de regeneração baseada na biologia do desenvolvimento e descrever as perspectivas futuras da medicina regenerativa e modelagem de doenças paradoenças renais.

Desenvolvimento renalt  Rimé derivado de uma camada germinativa embrionária inicial, o mesoderma intermediário (IM) [3] (Fig. 1a). Nos vertebrados, o MI dá origem sucessivamente a trêsrins,propenfros, mesonefros e metanefros (Fig. 1b). Mesonefros é o adultorimde peixes e anfíbios, enquanto metanefros é o adultorimde répteis, aves e mamíferos. Enquanto esses trêsrinssão semelhantes, pois consistem em néfrons, uma unidade funcional dorim, seu número de néfrons é diferente. Mamífero adultorimmetanefro

Fig. 1 Diferenciação dirigida derimcélulas da linhagem. ac Desenhos esquemáticos mostrando a especificação do mesoderma (a), a formação de trêsrins(b) e desenvolvimento de metanefros (c). IM: mesoderma intermediário; MM: mesênquima metanéfrico; UB: broto ureteral. d Imunocoloração de células progenitoras de néfrons derivadas de hiPSC (NPCs) para OSR1, SIX2 e HOXD11. e Imunocoloração de um organoide de néfrons formado a partir de NPCs derivadas de hiPSC após 10 dias de cultura de interface ar-líquido. PODXL: Podocalixina (marcador de podócitos; branco); LTL: lectina de Lotus tetragonolobus (marcador de túbulo proximal; vermelho); CDH1: CADHERINA 1 (marcador do túbulo distal; verde). f, g Imunocoloração de células IM anteriores para OSR1 (verde) e GATA3 (vermelho; f) e um agregado de células do ducto néfrico para E-CADHERIN (verde), GATA3 (vermelho) e núcleos (azul; g). h Alteração morfológica durante a reconstrução de organoides iUB ramificados por 7 dias. i Imunocoloração de um organoide iUB para RET (verde), CK8 (vermelho) e PAX2 (azul). j Coloração com azul de toluidina de um organoide iUB mostrando lúmens tubulares. k Imagens de campo claro (esquerda) e de imunocoloração (meio e direita) de estruturas tubulares semelhantes a dutos derivadas de um organoide iUB para FOXA1 (branco), AQP2 (vermelho) e GATA3 (verde). Barras de escala, 100 μm. (d) e (e) são adaptados de Tsujimoto et al. [12], (f) e (g)-(k) são adaptados de Mae et al. [14, 15], respectivamente é formado por uma interação recíproca entre dois tecidos embrionários derivados de IM, o mesênquima metanéfrico (MM) e o broto ureteral (UB; Fig. 1c). O MM origina os néfrons e o interstício do adulto.rins, enquanto a UB diferencia-se para elaborar o trato urinário inferior desde os ductos coletores até uma parte da bexiga urinária [3]. Ao criar um novo ensaio clonogênico, pela primeira vez demonstramos que o MM contém células progenitoras multipotentes que podem se diferenciar em vários tipos de células epiteliais constituindo néfrons, como podócitos glomerulares erenalepitélio tubular [4]. Mais tarde, experimentos de rastreamento de linhagem revelaram que esses progenitores são marcados pelo fator de transcrição Six2 [5]. Esses progenitores são agora chamados de células progenitoras de néfrons (NPCs). Taguchi et ai. demonstraram que o MI é dividido em domínios anterior e posterior, que dão origem a UB e MM, respectivamente [6]. Com base nessas descobertas derimdesenvolvimento, esforços vigorosos têm sido realizados para regenerarrimcélulas de linhagem de hPSCs.

Diferenciação direcionada de hPSCs em linhagens renais Como o primeiro passo para diferenciar diretamente os hiPSCs emrimlinhagens imitandorimdesenvolvimento, nosso grupo se concentrou na geração de células IM e gerou linhagens repórter hiPSC para o gene OSR1, um marcador específico para IM [7], por edição de genes [8]. Usando um sistema de avaliação quantitativa e as linhas repórter hiPSC, desenvolvemos um protocolo de diferenciação altamente eficiente que induz hiPSCs em células IM expressando OSR1-. Essas células IM induzidas mostraram o potencial de desenvolvimento para se diferenciar ainda mais em tipos de células renais adultas, como podócitos glomerulares erenalcélulas tubulares, in vitro e para formar estruturas tubulares tridimensionais (3D) por cocultura com células metanéfricas de camundongo [8, 9].

Taguchi et ai. pela primeira vez desenvolveu métodos de diferenciação seletiva para induzir NPCs através de IM posterior de ambas as ESCs de camundongo (mESCs) e hiPSCs e também geraram organoides de néfrons que continham glomérulos erenaltúbulos in vitro dos NPCs induzidos [6]. Takasato et ai. relatou a geração derimorganoides que continham váriosrenaltipos de células, como glomérulos,renaltúbulos, ductos coletores, células estromais e células vasculares [10]. Ao desenvolver um sistema de cultura 2D, Morizane et al. NPCs gerados eficientemente a partir de hiPSCs e, em seguida, organoides de néfrons dos NPCs [11]. Mais recentemente, nosso grupo desenvolveu um método de diferenciação passo a passo para induzir eficientemente hiPSCs em NPCs com potencial de diferenciação para formar organoides de néfrons [12] (Fig. 1d, e). Nosso método de diferenciação, que consiste em 6 etapas, recapitula mais de perto o processo natural de desenvolvimento dos NPCs do que os métodos relatados por Takasato et al. e Morizane et ai. [10, 11] e gera NPCs em formato de diferenciação 2D com mais eficiência do que o método de Taguchi et al. que usa a cultura 3D [6].

Em relação à diferenciação direcionada de linhagens de UB, Taguchi e Nishinakamura diferenciaram mESCs e hiPSCs através do IM anterior e do ducto nefrico (ND) em estruturas semelhantes a UB [13]. No entanto, a eficiência de indução de epitélios ND foi baixa, sendo necessária a purificação das células ND por citometria de fluxo para análises subsequentes. Desenvolvemos um método de diferenciação 2D mais eficiente que produz epitélios ND de hiPSCs através de IM anterior e inclui etapas de diferenciação subsequentes sem purificação [14] (Fig. 1f, g). As células ND induzidas formaram estruturas semelhantes a UB com domínios de ponta RET (plus) e CK8(plus) em cultura 3D. No entanto, as estruturas do tipo UB geradas por ambos os grupos apresentaram potencial de ramificação limitado. Mais recentemente, modificando nosso método de diferenciação de UB, geramos com sucesso organoides induzidos de UB (iUB) que possuem polaridade epitelial, lúmens tubulares e morfogênese de ramificação repetida [15] (Fig. 1h-j). Além disso, conseguimos induzir esses organoides iUB para diferenciar em organoides de ducto coletor correspondentes às suas contrapartes in vivo em embriões humanos de 7 semanas de gestação (Fig. 1k).

Expansão de progenitores renaisPara fornecer uma grande quantidade derenalcélulas para pesquisa básica e clínica, métodos de cultura de expansão in vitro pararimprogenitores foram investigados. Brown et ai. e Tanigawa et al. relataram a expansão in vitro de NPCs removidos de embriões de camundongos [16, 17]. Li et ai. expandiu e manteve NPCs derivados de embriões de camundongos e humanos in vitro por um longo tempo usando uma cultura de agregação de células 3D por 17 e 7 meses, respectivamente [18]. O grupo também expandiu NPCs diferenciados de hiPSCs in vitro por 2 meses usando os mesmos métodos. Embora todos esses três métodos utilizem a proteína morfogenética óssea (BMP) 7, o papel da BMP7 na expansão do NPC permanece desconhecido. Ao rastrear compostos químicos, identificamos um inibidor de JAK3, TCS21311, como substituto de BMP7 na cultura de expansão desenvolvida por Li et al. [18] e revelou um novo papel inibitório de BMP7 na sinalização JAK3-STAT3 para expansão de NPC [19]. Além disso, a adição de TCS21311 na cultura de expansão melhorou a taxa de proliferação de NPCs derivados de embriões de camundongo e hiPSC. Mais recentemente, desenvolvemos uma cultura de expansão para células UB derivadas de hiPSC, nas quais células únicas dissociadas de organoides iUB proliferam para formar colônias expressando marcadores de ponta UB [15]. Essas colônias de ponta podem reconstituir organoides iUB com potencial de ramificação repetido, e esse processo de reconstituição pode ser repetido pelo menos três vezes.

Fig. 2 Reconstrução derimestruturas. a Um esquema que mostra a geração de estruturas de pronefros a partir da tampa animal de embriões de Xenopus. b–d Montagem inteira (b) e corte de imagens de imunocoloração dupla (c, d) de um explante de Xenopus equivalente ao estágio 42 (b, c) e uma larva do estágio 40 (d) usando um anticorpo específico para o túbulo pronéfrico (3G8, vermelho) e um anticorpo específico do ducto pronéfrico (4A6, azul). e Um esquema mostrando a reconstrução in vitro derimestruturas de hiPSCs. f Imunocoloração tripla do dia 20rimorganoides para marcadores de podócitos (PODXL), túbulos proximais (LTL) e túbulos distais e ductos coletores (CDH1; esquerda), e para PODXL e marcadores de túbulos distais e ductos coletores (AVPR2) e apenas ductos coletores (CALB1; direita) . Observe que sinais fracos de CDH1 também foram encontrados em partes do LTL mais túbulos proximais no painel esquerdo. g Um esquema mostrando a reconstrução in vivo derimestruturas de hiPSCs. h Uma imagem de ampliação menor mostrando todo o hostrime derivado de hiPSCrimenxerto (verde) após administração de dextrano conjugado com rodamina B através da veia da cauda do camundongo hospedeiro. i Uma imagem microscópica multifóton intravital após injeção na veia da cauda de dextrano conjugado com rodamina B mostrando os lúmens dos vasos de camundongos hospedeiros penetrando na estrutura semelhante ao glomérulo derivada de hiPSC (verde). Barras de escala, 100 μm em (b)–(d) e (f), 500 μm em (h) e 40 μm em (i). (b)-(d) e (e)-(i) são adaptados de Osafune et al. [22] e Tsujimoto et al. [12], respectivamente [22]

Reconstrução renal Trabalhos anteriores para reconstruirrimestruturas usaram a região ectodérmica presumível de ovos fertilizados de anfíbios, chamada de capa animal, que é uma massa celular multipotente (Fig. 2a). Moriya et ai. relataram que o tratamento combinado com activina A e ácido retinóico (RA) induziu o tampão animal a se diferenciar em túbulos pronéfricos in vitro [20]. Brenan et ai. mostraram que o glomus pronéfrico também foi induzido nos explantes [21]. Demonstramos que os explantes induzidos continham ductos pronéfricos e que os tecidos pronéfricos podem ser regenerados a partir de células multipotentes de anfíbios in vitro [22] (Fig. 2b-d). Embora o sistema de regeneração in vitro para o tratamento pronéfricorinsnão pode ser traduzido diretamente para a pesquisa clínica, pode servir como um sistema simples e útil para estudarrimdesenvolvimento.Além da geração de organoides de néfrons a partir de NPCs derivados de mESC e hPSC e organoides de ducto coletor de células UB derivadas de hPSC, conforme descrito acima, Taguchi et al. rato geradorimorganoides combinando NPCs e UBs derivados de mESC e progenitores intersticiais removidos de embriões de camundongos, que contêm glomérulos,renaltúbulos e ductos coletores [13]. Geramos humanosrimorganoides in vitro cocultivando NPCs e células UB que foram induzidas separadamente de hiPSCs e nos quais glomérulos derivados de NPC erenaltúbulos e ductos coletores derivados de UB são interconectados [12] (Fig. 2e, f). Quando transplantado para orenalespaço subcapsular de camundongos imunodeficientes, esses derivados de hiPSCrimorganoides integrados nos vasos sanguíneos dos camundongos hospedeiros (Fig. 2g-i).

Sobre a regeneração derimórgãos que possuem trato urinário, métodos utilizando o corpo de animais de experimentação, como complementação de blastocistos interespécies [23] e método de nicho organogênico [24], têm sido investigados. Goto et ai. injetaram mESCs de tipo selvagem nos blastocistos de ratos Sall1(−/−) anéfricos e tiveram sucesso na geração interespecífica de camundongosrinsno rato hospedeiro [23]. Fujimoto et ai. desenvolveu um método de transplante de células através do qual NPCs derivadas de hiPSC foram transplantadas para orimárea de desenvolvimento (ou seja, nicho organogênico) de embriões de camundongos no útero, em que os NPCs transplantados e hospedeiros juntos contribuíram para o mesênquima da capa quimérica, que foi conectado ao UB do camundongo hospedeiro [24]. No entanto, enquanto MM derivados de glomérulos erenal túbulos foram derivados dos PSCs ou NPCs injetados, os restantes tipos de células constituintes do rim, como ductos coletores derivados de UB e células do trato urinário inferior e vasculares, foram dos animais hospedeiros nessas duas estratégias.

Modelagem de doençasA tecnologia iPSC tornou possível a criação de modelos de doenças in vitro, nos quais hiPSCs específicas de doenças derivadas de células somáticas de pacientes ou editando os genes causadores em hiPSCs derivadas de doadores saudáveis ​​são diferenciadas nos tipos de células danificadas para imitar os fenótipos da doença [2]. ] (Fig. 3a). Trabalhos anteriores de Freedman et al. HiPSCs geradas de pacientes com doença policística autossômica dominantedoenca renal(ADPKD), que é causada por mutações no gene PKD1, e descobriu que hiPSCs e suas células diferenciadas mostraram uma regulação negativa da policistina 2, elucidando um novo mecanismo no qual a policistina 1 codificada pelo gene PKD1 regula a expressão da policistina 2 [25]. Nosso grupo gerou hiPSCs de pacientes com ADPKD, incluindo aqueles complicados com aneurismas intracranianos, e confirmou que as células vasculares diferenciadas das hiPSCs apresentaram manipulação de cálcio intracelular alterada e expressão de genes relacionados à matriz extracelular, consistente com as células vasculares de modelos de camundongos ADPKD erenalcélulas de cisto obtidas de pacientes com ADPKD [26].

Avanços recentes na geração de organoides de néfrons a partir de hiPSCs permitiram a modelagem derimdoenças, como nefronoftise [27], síndrome nefrótica congênita [28] e síndrome policística autossômica recessivadoenca renal(ARPKD) [29].Renalmodelos de cisto de ADPKD usando organoides de néfrons foram gerados a partir de hESCs homozigotas PKD1/2-mutantes editadas por genes [30]. No entanto, esses modelos não recapitularam arenalfenótipos de cisto observados em ADPKD ao usar PKD heterozigotos PKD1-mutantes de ADPKD derivados de pacientes ou editados por genes. Em contraste, nós recentemente geramos organoides de néfrons tanto de pacientes heterozigotos e homozigotos derivados de ADPKD quanto editados por genes

Fig. 3 Modelagem de ADPKD usando hiPSCs específicos de doença. a Um esquema mostrando a pesquisa de modelagem de doenças para ADPKD. As hiPSCs específicas da doença são derivadas da reprogramação das células somáticas de pacientes com ADPKD ou da edição de genes PKD1/2 em hiPSCs derivadas de doadores saudáveis. Os modelos de doenças são gerados pela diferenciação dos hiPSCs específicos da ADPKD emrenaltecidos para análise patológica e descoberta de drogas. b Imagens representativas de campo claro de PKD de tipo selvagem e editado por genes1-derivado de hiPSC mutanterimorganoides após 7 dias de tratamento com forscolina. c Quantificação das áreas císticas dorimorganoides em (b). Os dados são representados como a média±SE de três experimentos independentes com quatro repetições em cada um. **p<0.005 and=""><0.001 by="" one-way="" anova="" and="" bonferroni's=""  method.="" d="" representative="" bright-feld="" images="" of="" normal="" subject-="" and=""  adpkd="" patient-derived="">rimorganoides após 7 dias de tratamento com forscolina. e Imagens representativas de campo claro de derivados do pacienterimorganoides após 7 dias de tratamento com inibidor de CFTR 172 (100 μM) ou everolimus (10 μM) na presença de forscolina. Barras de escala, 300 μm em (b), (d, direita) e (e) e 500 μm em (d, esquerda). Adaptado de Shimizu et al. [31]

PKD1-hiPSCs mutantes para reproduzirrenallegiões de cistos para tratamento de skolina [31]. Note-se que confirmamos querenalos cistos podem ser formados a partir de todos os três tipos de hiPSC (Fig. 3b-d). Esses cistos renais responderam a algumas drogas conhecidas por inibir a formação de cistos em ADPKD, como o alvo de rapamicina em mamíferos (mTOR), indicando que esses modelos podem ser usados ​​para rastrear compostos de drogas que previnemrenalformação de cisto [31] (Fig. 3e). Atualmente, estamos montando sistemas de triagem química de alto rendimento, modificando os modelos de cistos para descoberta de medicamentos terapêuticos para ADPKD.

Abordando as complicações das doenças renais  As principais complicações associadas a doenças crônicasdoenca renal(CKD) incluemrenalanemia causada pela produção insuficiente do hormônio hematopoiético eritropoietina (EPO) pelorins. Emborarenala anemia foi tratada com sucesso pela administração intermitente de agentes recombinantes de EPO humana, são necessárias mais terapias fisiológicas. Considerando que a EPO também é produzida pelo fígado em estágios embrionários ou no caso de anemia grave mesmo em adultos, modificamos um protocolo de diferenciação hepática relatado anteriormente e conseguimos gerar células produtoras de EPO a partir de hiPSCs (células hiPSC-EPO) [32 ] (Fig. 4a). Essas células hiPSC-EPO regulam positivamente a produção de EPO em resposta a estímulos hipóxicos, que imitam suas contrapartes in vivo (Fig. 4b, c). A proteína EPO contida no sobrenadante da cultura mostrou efeitos promotores de diferenciação em linhagens eritróides com base em um ensaio de formação de colônias usando progenitores hematopoiéticos humanos (Fig. 4d). Além disso, essas células hiPSC-EPO melhoraramrenalanemia por 7 meses após o transplante em modelos de camundongos induzidos pela administração de adenina (Fig. 4e). Assim, as células hiPSC-EPO podem ser usadas para descobrir novos medicamentos e desenvolver terapias celulares contra a anemia renal [32].

Terapia celularPesquisa para terapia celular usando embriões derivados de hiPSCrimprogenitores foi realizado. Na tentativa de examinar seu potencial terapêutico contradoenças renais, nós transplantamos NPC-likerenalprogenitores gerados a partir de hiPSCs com nosso método de diferenciação na subcápsula delesão renal(AKI) modelos de camundongos induzidos por lesão de isquemia/reperfusão, descobrindo que o transplante suprimiu significativamente a ine (Cre) nos camundongos hospedeiros [33] (Fig. 5a). Além disso, o tratamento melhorou significativamente os danos histológicos causados ​​pela LRA, como necrose tubular (Fig. 5b). Notavelmente, a fibrose intersticial, que reflete a progressão para doença crônica, também foi significativamente evitada. Os progenitores transplantados melhoraram a IRA sem serem integrados ao hospedeirorimtecidos, indicando que os efeitos parácrinos por fatores renotróficos secretados pela hiPSCrenalprogenitores são a principal causa dos benefícios terapêuticos. A elucidação desses fatores contribuiria para o desenvolvimento de uma terapia celular, bem como de novas drogas contra a LRA [33, 34].

Imberti et al. também relataram benefícios terapêuticos de uma terapia celular usando derivados de hiPSCrenalprogenitores contra modelos de camundongos AKI induzidos por cisplatina [35]. Eles injetaram NPCs derivados de hiPSCrenalprogenitores gerados com seu protocolo em modelos de camundongos AKI através da veia da cauda. Essa terapia de transplante também melhorou significativamente a LRA, como evidenciado pela diminuição dos níveis de BUN e achados histológicos. Embora os protocolos de diferenciação para gerar orenalprogenitores e os modelos de camundongos AKI eram diferentes, esses dois relatos pela primeira vez demonstraram os potenciais benefícios terapêuticos da terapia celular usando progenitores renais derivados de hiPSC emdoenças renais.

Conclusão e perspectiva futura Avanços substanciais na geração de embriõesrimprogenitores erimtecidos de hPSCs foram feitos. No entanto, existem obstáculos a serem superados antes da aplicação clínica. Sobre a reconstrução dorim, a geração de maiorrimtecidos erenalestruturas semelhantes a pelve e ureter, nas quais os ductos coletores se reúnem, não foram alcançadas. Além disso, a integração de sistemas derivados de hiPSCrimestruturas para grandes navios é necessária. Terapia celular usando derivados de hiPSCrenalprogenitores também devem ser examinados com modelos de DRC. Finalmente, modelos baseados em hiPSC foram desenvolvidos para algunsdoenças renaisincluindo ADPKD, e a identificação de compostos de drogas candidatos contradoenças renaisé esperado.

Fig. 4 Diferenciação de células produtoras de EPO e terapia celular contrarenalanemia. a Imunocoloração de células produtoras de EPO derivadas de hiPSC (células hiPSC-EPO) para EPO (verde) e AFP (vermelho). b Análises ao longo do tempo da expressão de mRNA de EPO (esquerda) e secreção de proteínas (direita) por células hiPSC-EPO cultivadas sob condições de oxigênio baixo (1 por cento) e normal (21 por cento). A expressão de mRNA de EPO e a secreção de proteínas foram analisadas por qRT-PCR e ELISA, respectivamente. c Os efeitos dos inibidores de PHD na expressão de mRNA de EPO (esquerda) e secreção de proteínas (direita) em células HepG2 e células hiPSC-EPO. d Imagens representativas de unidades eritroides formadoras de explosão (BFU-E) induzidas por EPO humana recombinante (rhEPO; superior) e proteína hiPSC-EPO (inferior) em ensaios de progenitores hematopoiéticos clonogênicos usando meio semi-sólido à base de metilcelulose. e Os valores do hematócrito foram avaliados por até 28 semanas após o transplante de células hiPSC-EPO em células induzidas por adeninarenalcamundongos imunodeficientes com anemia (camundongos NOD. CB17-Prkdcscid/J). A área sombreada em cinza indica os intervalos normais de hematócrito. Barras de escala, 40 μm em (a) e 200 μm em (d). Adaptado de Hitomi et al. [32]

Agradecimentos O autor gostaria de agradecer a todos os membros do CiRA, Kyoto University, especialmente ao Dr. Peter Karagiannis pela leitura crítica e revisão do manuscrito e à Sra. Misaki Ochiuda por desenhar as ilustrações, e pede desculpas aos autores cujos estudos não puderam ser citados devido à limitações de espaço. A pesquisa do autor é apoiada pela Agência Japonesa de Pesquisa e Desenvolvimento Médico (AMED) por meio de sua bolsa de pesquisa "Core Center for iPS Cell Research, Technological Development and The Acceleration Program for Intractable Diseases Research using Disease-specific iPS cells, Research Rede de Centros para Realização de Medicina Regenerativa".

Conformidade com os padrões éticos

Conflito de interessesKO é fundador e membro sem salário dos conselhos consultivos científicos da iPS Portal, Inc., e fundador e consultor científico chefe da RegeNephro Co., Ltd.Direitos humanos e animaisTodos os experimentos com iPSCs foram aprovados pelos comitês de ética institucionais e conduzidos de acordo com as diretrizes das instituições e a Declaração de Helsinque. Todos os experimentos com animais foram aprovados pelos comitês institucionais de experimentos com animais e conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais.Consentimento informadoO consentimento informado foi obtido de todos os indivíduos cujos iPSCs foram usados ​​nos estudos.

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