Parte Ⅰ O uso de antibióticos por COVID-19 Pacientes com comorbidades: o risco de aumento da resistência antimicrobiana

Abstrato

A resistência antimicrobiana (RAM) é um problema de saúde global que desempenha um papel significativo na morbidade e mortalidade, especialmente em pacientes imunocomprometidos. Também se torna uma séria ameaça para o sucesso do tratamento de muitas infecções bacterianas. O uso generalizado e irrelevante de antibióticos em hospitais e clínicas locais é a principal causa de RAM. Nesse cenário, o estudo foi conduzido em um hospital terciário em Lahore, Paquistão, de 2 de agosto de 2021 a 31 de outubro de 2021 para descobrir a prevalência de infecções bacterianas e taxas de RAM em pacientes com COVID-19 internados em unidades de terapia intensiva (UTIs) cirúrgicas. Amostras clínicas foram coletadas dos pacientes e procedeu-se à identificação de isolados bacterianos, seguido de teste de suscetibilidade a antibióticos (AST) pelo método de disco difusão de Kirby Bauer e concentração inibitória mínima (CIM). Os dados sobre outras comorbidades também foram coletados do prontuário do paciente. O estudo atual mostrou que os patógenos mais comuns foram E. coli (32 por cento) e Klebsiella pneumoniae (17 por cento). A maioria das E. coli eram resistentes à ciprofloxacina (16,8 por cento) e à ampicilina (19,8 por cento). Klebsiella pneumoniae foi mais resistente à ampicilina (13,3 por cento ) e à amoxicilina (12,0 por cento ). A comorbidade mais comum foi a doença renal crônica (DRC) e as infecções do trato urinário (ITU). Cerca de 17 tipos diferentes de antibióticos, carbapenem, fluoroquinolonas, aminoglicosídeos e quinolonas, foram altamente prevalentes em pacientes internados em UTI. O estudo atual fornece dados valiosos sobre a implicação clínica dos antibióticos consumidos por pacientes com COVID-19 em UTIs e as taxas de RAM, especialmente com diferentes comorbidades.

Palavras-chave

suscetibilidade a antibióticos; padrão de resistência antimicrobiana; manejo antimicrobiano; comorbidade; COVID-19;Efeitos de Cistanche.

Clique aqui para obteros benefícios do Cistanche

Introdução

A pandemia da doença de coronavírus 2019 (COVID-19) e a resistência antimicrobiana (AMR) são duas preocupações de saúde simultâneas e interativas que fornecem oportunidades de aprendizado significativas. Eles podem interagir porque, dada a falta de terapias específicas, há um desejo de empregar antimicrobianos atuais para tratar pacientes com COVID-19 gravemente enfermos [1]. A pandemia de COVID-19 ajuda a ilustrar os possíveis efeitos de longo prazo da RAM, que são menos graves, mas não menos críticos, pois suas medidas e resultados são comparáveis. Compreender como a COVID-19 influencia as tendências da AMR e o que assumir se elas permanecerem as mesmas ou aumentarem na AMR nos ajudará a planejar as próximas etapas para lidar com a AMR [2].

As infecções por COVID-19 excederam em muito as taxas de co-infecção bacteriana e mortalidade em comparação com outras infecções virais respiratórias comuns [2]. A co-infecção do SARS-CoV-2 com outros micróbios, principalmente bactérias e fungos, é um fator determinante no desenvolvimento da COVID-19, tornando o diagnóstico, o tratamento e o prognóstico mais complicados. Em indivíduos com COVID-19, a co-infecção bacteriana foi associada à progressão e prognóstico da doença. Esse cenário aumenta a necessidade de unidades de terapia intensiva, antibioticoterapia e mortalidade [3]. Infelizmente, devido ao seu uso generalizado, podemos enfrentar o surgimento de patógenos multirresistentes (MDR), levando à redução da eficácia dos antimicrobianos mais potentes [3,4]. A RAM é um problema global que representa uma grave ameaça ao sucesso do tratamento de uma ampla gama de infecções bacterianas e afeta muitos pacientes hospitalizados, e provavelmente se torna uma séria ameaça para os pacientes internados nas UTIs [5,6].

No geral, a seleção e o desenvolvimento de bactérias altamente resistentes a medicamentos devido ao aumento do uso de antibióticos e desinfetantes podem afetar o prognóstico clínico de pacientes graves com COVID-19 que recebem atendimento hospitalar de emergência, resultando em resultados ruins para os pacientes [7,8] . Nesse contexto, foi documentado que organismos altamente e amplamente resistentes a medicamentos causam coinfecções significativas em pacientes com COVID-19, e a mortalidade foi registrada recentemente em situações em que coinfecções bacterianas foram relatadas em COVID{{8} } pacientes [9,10].

The bacterial co-infections that arise during SARS-CoV-2 infection must be identified and characterized in a timely fashion [11,12]. Several studies have looked into the prevalence of bacterial co-infections in COVID-19 patients, finding highly heterogeneous distributions (with differences of >50 por cento ) que pode ser atribuído às características clínicas e epidemiológicas de cada localização geográfica, bem como aos métodos e critérios diagnósticos utilizados [13–15]. Como resultado, um estudo de pacientes hospitalizados pode aumentar nossa compreensão de como vírus e bactérias interagem durante doenças graves e fornecer informações detalhadas sobre a COVID-19 em nosso ambiente. Da mesma forma, identificar os principais fatores sociodemográficos e clínicos associados à coinfecção bacteriana em pacientes com COVID-19 é fundamental para priorizar grupos de risco em potencial e programas institucionais de vigilância clínica e epidemiológica para orientar futuros estudos etiológicos. Tendo em vista a ameaça de altas taxas de RAM na pandemia de COVID-19, o estudo atual foi conduzido para descobrir a prevalência de infecções bacterianas e taxas de RAM e outras comorbidades com taxas de mortalidade em pacientes com COVID-19 que foram internados em UTIs.

Comprimidos Cistanche

Materiais e métodos

1. Consideração ética

Antes de iniciar a pesquisa, a aprovação ética foi obtida do Comitê de Ética em Pesquisa Humana, University of Central Punjab, Lahore, Paquistão. Antes de prosseguir com a coleta da amostra, foi obtido o consentimento informado por escrito do paciente (ou do dependente, se o paciente estiver instável). Os pacientes estudados foram acompanhados quanto ao consumo de antibióticos desde o dia da admissão até o dia da alta (recuperação ou óbito). Os dados demográficos (idade, sexo), comorbidades, medicamentos antibacterianos recomendados, o número total de medicamentos antibacterianos administrados e os nomes comerciais foram registrados em uma folha de coleta de dados pré-definida.

2. Coleta de amostras

O estudo atual foi conduzido pelo Departamento de Microbiologia, Faculdade de Ciências da Vida, University of Central Punjab, Lahore, em colaboração com um hospital terciário em Lahore, Paquistão, de 2 de agosto de 2021 a 31 de outubro de 2021. Um total de 856 COVID{{ 5}}pacientes positivos (admitidos em UTIs) foram recrutados para o estudo atual. Para incluir mais pacientes, foi coletado apenas um tipo de amostra de cada paciente. As amostras respiratórias, incluindo escarro (n=165), aspirado traqueal (n=156), lavagem broncoalveolar (n=117) ​​e líquido pleural (n=3) foram coletadas com outras amostras, incluindo urina (n=238), esfregaço da ferida (n=102), sangue (n=60), ponta do cateter de Foley (n=6), esfregaço de pus (n=6) e abscesso (n=3) para prosseguir para culturas bacterianas. As amostras foram coletadas em condições estéreis e rigorosos procedimentos operacionais padrão (POPs). Após a coleta das amostras, estas foram imediatamente transportadas para o laboratório de Microbiologia da University of Central Punjab, Lahore, para posterior processamento.

3. Isolamento e identificação de isolados bacterianos

Todas as amostras, exceto a urina, foram submetidas à coloração de Gram primeiro para ver as características microscópicas das bactérias e, em seguida, com base no tipo de amostra, inoculadas (incluindo amostras de urina) em meio de ágar sangue, MacConkey, chocolate e cisteína deficiente em eletrólito (CLED). Após a inoculação da cultura, as placas de ágar foram incubadas a 37 ◦C inicialmente por 18 a 24 horas. Após a primeira incubação, as placas de ágar foram observadas quanto ao aparecimento de colônias bacterianas. Caso não houvesse colônias bacterianas, as placas eram reincubadas para a segunda e terceira leitura, respectivamente, exceto as hemoculturas que eram reinoculadas e reavaliadas até o sétimo dia da coleta das amostras. As placas negativas foram relatadas como tendo "Sem crescimento bacteriano", enquanto as culturas bacterianas positivas prosseguiram para a identificação bacteriana e AST.

A identificação bacteriana final foi realizada por coloração de Gram, aparecimento de colônias bacterianas nas placas de ágar e identificação bioquímica. As colônias de bactérias Gram-positivas procederam primeiro ao teste da catalase e, se o teste da catalase for positivo, as colônias prosseguiram para os testes de coagulase, DNAs e disco de optoquina, respectivamente. No entanto, as bactérias Gram-negativas foram primeiro examinadas em termos de sua aparência como fermentadoras ou não fermentadoras de lactose e, em seguida, procedeu-se aos testes de indol, citrato e oxidase e ao kit de identificação bioquímica de indexação de perfil analítico (API).

extrato de cistanche

4. Teste de Suscetibilidade a Antibióticos (AST)

Após o isolamento e identificação dos organismos, o AST foi realizado para verificar seus padrões de suscetibilidade a antibióticos usando um ensaio de difusão de disco de Kirby Bauer e MIC (quando aplicável) [16]. As colônias bacterianas foram primeiro misturadas em uma solução padrão MacFarland de 00,5 por cento pré-preparada para diluir as colônias para verificar os padrões de suscetibilidade. Após o inóculo do organismo teste, estes foram inoculados tridimensionalmente em uma placa de ágar Muller Hinton (MH) (MH) com o auxílio de um cotonete estéril.

Os antibióticos foram verificados de acordo com as diretrizes do Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI) (2017) para cada microrganismo [16]. Os antibióticos foram dispensados ​​em placas de ágar MH inoculadas e incubadas por 18 a 24 horas a 37 ◦C. Após o período de incubação, a zona de inibição foi medida usando uma escala de medição marcada. As diretrizes do CLSI seguiram a zona de inibição (medida em mm) para cada um dos antibióticos v/s organismos. Os resultados finais do AST foram anotados como resistentes, sensíveis ou intermediários.

De acordo com as diretrizes do CLSI (2017), a zona de inibição para fosfomicina só estava disponível para ser relatada em isolados de E. coli e Enterococcus faecalis usando o método de difusão em disco. Os padrões de sensibilidade foram baseados em concentrações inibitórias mínimas (MICs) para todos os outros isolados bacterianos recomendados.

5. Análise Estatística

Os dados finais foram registrados no Microsoft Excel e transferidos para o SPSS versão 26.0 (IBM, New York, NY, USA). As frequências e porcentagens foram calculadas a partir dos dados registrados. A associação entre as comorbidades e o resultado do tratamento, tipo de infecção bacteriana e gravidade da COVID-19 foi analisada usando o teste Pearson Qui-quadrado (X2), onde um valor p de<0.05 was considered statistically significant.

Cistanche em pó

Referências

1. Clancy, CJ; Buehrle, DJ; Nguyen, MH PRO: A pandemia de COVID-19 resultará no aumento das taxas de resistência antimicrobiana. JAC-Antimicrob. Resistir. 2020, 2, dlaa049.

2. Mondal, MK; Roy, BR; Yasmeen, S.; Haque, F.; Huda, AQ; Banik, D. Prevalência de microrganismos e o surgimento de resistência bacteriana na UTI da Bangabandhu Sheikh Mujib Medical University de Bangladesh. J. Bangladesh Soc. Anestesiol. 2013, 26, 20–26.

3. Parveen, S.; Saqib, S.; Ahmed, A.; Shahzad, A.; Ahmed, N. Prevalência de colonização por MRSA entre profissionais de saúde e eficácia do regime de descolonização na UTI de um hospital terciário, Lahore, Paquistão. Adv. Ciência da Vida. 2020, 8, 38–41.

4. Ventola, CL A crise de resistência aos antibióticos: Parte 2: Estratégias de gestão e novos agentes. farm. Lá. 2015, 40, 344.

5. Pickens, CI; Wunderink, RG Princípios e prática da administração de antibióticos na UTI. Baú 2019, 156, 163–171.

6. Laxminarayan, R.; Duse, A.; Wattal, C.; Zaidi, AK; Wertheim, HF; Sumpradit, N.; Vlieghe, E.; Hara, GL; Gould, IM; Goossens, H.; e outros Resistência aos antibióticos—A necessidade de soluções globais. Lancet Infect. Dis. 2013, 13, 1057–1098.

7. Smith, R.; Coast, J. O verdadeiro custo da resistência antimicrobiana. BMJ 2013, 346, 1–5.

8. Dyar, JO; Castro-Sánchez, E.; Holmes, AH O que faz as pessoas falarem sobre antibióticos nas redes sociais? Uma análise retrospectiva do uso do Twitter. J. Antimicrob. Chemother. 2014, 69, 2568–2572.

9. Cavaleiro, GM; Glover, RE; McQuaid, CF; Olaru, ID; Gallandat, K.; Leclerc, QJ; Fuller, NM; Willcocks, SJ; Hasan, R.; van Kleef, E.; e outros Resistência antimicrobiana e COVID-19: interseções e implicações. Elife 2021, 10, e64139.

10. Monnet, DL; Harbarth, S. A doença do coronavírus (COVID-19) terá impacto na resistência antimicrobiana? Eurosurveillance 2020, 25, 2001886.

11. Ali, Z.; Jatoi, MA; Al-Wraikat, M.; Ahmed, N.; Li, J. Hora de aumentar a imunidade por meio de alimentos funcionais e suplementos: esperança para o surto de SARS-CoV-2. Altern. Lá. Saúde Med. 2020, 27, 30–44.

12. Adiga, MS; Alwar, M.; Pai, M.; Adiga, US Padrão de agentes antimicrobianos usados ​​em partos hospitalares: um estudo comparativo prospectivo. Online J. Health Allied Sci. 2010, 8, 10.

13. Vincent, J.-L.; Relo, J.; Marshall, J.; Silva, E.; Anzueto, A.; Martin, CD; Moreno, R.; Lipman, J.; Gomersall, C.; Sakr, Y.; e outros Um estudo internacional da prevalência e resultados de infecção em unidades de terapia intensiva. JAMA 2009, 302, 2323–2329.

14. Zahra, N.; Zeshan, B.; Qadri, MMA; Ishaq, M.; Afzal, M.; Ahmed, N. Avaliação fenotípica e genotípica da resistência a antibióticos de bactérias Acinetobacter baumannii isoladas de pacientes de unidades de terapia intensiva cirúrgica no Paquistão. Jundishapur J. Microbiol. 2021, 14, e113008.

15. Bataineh, HA; Alrashed, bacilos gram-negativos resistentes a KM e consumo de antibióticos em Zarqa, Jordânia. Pak. J. Med. ciência 2007, 23, 59–63.

16. Instituto de Padrões de Laboratório Clínico. Padrões de desempenho para testes de suscetibilidade antimicrobiana, 28ª ed.; Suplemento CLSI M100; Diretrizes do Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI); CLSI: Wayne, PA, EUA, 2017.

Basit Zeshan 1, Mohmed Isaqali Karobari 2,3,4, Nadia Afzal 5, Amer Siddiq 6, Sakeenabi Basha 7, Syed Nahid Basheer 8, Syed Wali Peeran 9, Mohammed Mustafa 10, Nur Hardy A. Daud 11, Naveed Ahmed 1, 12, Chan Yean Yean 12 e Tahir Yusuf Noorani 2.

1. Departamento de Microbiologia, Faculdade de Ciências da Vida, University of Central Punjab, Lahore 540000, Paquistão; dr.basitzeshan@ucp.edu.pk (BZ); naveed.malik@student.usm.my (NA)

2. Unidade de Odontologia Conservadora, Escola de Ciências Odontológicas, Universiti Sains Malaysia, Health Campus, Kubang Kerian, Kota Bharu 16150, Kelantan, Malásia; tahir@usm.my

3 Departamento de Odontologia Conservadora e Endodontia, Saveetha Dental College & Hospitais, Saveetha Institute of Medical and Technical Sciences University, Chennai 600077, Tamil Nadu, Índia

4 Departamento de Odontologia Restauradora e Endodontia, Faculdade de Odontologia, Universidade de Puthisastra, Phnom Penh 12211, Camboja

5 Hospital da Unidade Básica de Saúde (UBS) Mora, Tehsil e Distrito Nankana Sahib, Nankana Sahib 39100, Paquistão; nadia.afzal511@gmail.com

6 Faculdade de Medicina, Riphah International University, Islamabad 46000, Paquistão; 5400@students.riphah.edu.pk

7 Departamento de Odontologia Comunitária, Faculdade de Odontologia, Universidade de Taif, PO Box 11099, Taif 21944, Arábia Saudita; sakeena@tudent.edu.sa

8 Department of Restorative Dental Sciences, College of Dentistry, Jazan University, Jazan 45142, Saudi Arabia; syednahidbasheer@gmail.com

9 Department of Periodontics, Armed Forces Hospital Jizan, Jazan 82722, Saudi Arabia; doctorsyedwali@yahoo.in

10 Departamento de Ciências Odontológicas Conservadoras, Faculdade de Odontologia, Universidade Prince Sattam Bin Abdulaziz, PO Box 173, Al-Kharj 11942, Arábia Saudita; ma.mustafa@psau.edu.sa

11 Faculdade de Agricultura Sustentável, Universiti Malaysia Sabah, Sandakan Campus, Locked Bag No.3, Sandakan 90509, Sabah, Malásia; nur.hardy@ums.edu.my

12 Department of Medical Microbiology and Parasitology, School of Medical Sciences, Universiti Sains Malaysia, Kubang Kerian, Kota Bharu 16150, Kelantan, Malaysia; yychan@usm.my