PARPs induzidos por IFN - sensores de ácidos nucleicos estranhos?

Abstrato: As células desenvolveram diferentes estratégias para lidar com infecções virais. A chave para iniciar uma resposta de defesa contra vírus é a capacidade de distinguir moléculas estranhas das suas. Um mecanismo central é a percepção de ácidos nucleicos estranhos pelas proteínas do hospedeiro que, por sua vez, iniciam uma resposta imunitária eficiente. Os receptores de reconhecimento de padrões de detecção de ácidos nucleicos evoluíram, cada um visando características específicas para discriminar o RNA viral do hospedeiro. Estes são complementados por várias proteínas de ligação ao RNA que auxiliam na detecção de RNAs estranhos. Há evidências crescentes de que as ADP-ribosiltransferases induzíveis por interferon (ARTs; PARP9-PARP15) contribuem para a defesa imunológica e a atenuação de vírus. No entanto, a sua activação, alvos subsequentes e mecanismos precisos de interferência com vírus e sua propagação ainda são em grande parte desconhecidos. Mais conhecido por suas atividades antivirais e seu papel como sensor de RNA é o PARP13. Além disso, o PARP9 foi recentemente descrito como um sensor para RNA viral. Aqui discutiremos descobertas recentes que sugerem que algumas PARPs funcionam na imunidade inata antiviral. Expandimos essas descobertas e integramos essas informações em um conceito que descreve como os diferentes PARPs podem funcionar como sensores de RNA estranho. Especulamos sobre as possíveis consequências da ligação do RNA no que diz respeito às atividades catalíticas das PARPs, especificidade do substrato e sinalização, que juntas resultam em atividades antivirais.

benefícios do suplemento cistanche - aumentar a imunidade

Palavras-chave: Ribosilação de ADP; MARilação; hidrolase; interferão; macrodomínio; PARP; vírus RNA

O que a erva cistanche faz – Anti-inflamatório

1. Introdução

Para estabelecer uma resposta imune inata aos vírus invasores, as células precisam ser capazes de se distinguir das células estranhas. Isto é possibilitado em parte por um repertório de proteínas que detectam especificamente ácidos nucleicos estranhos. Essas proteínas pertencem aos chamados receptores de reconhecimento de padrões (PRRs) que reconhecem e se ligam a padrões moleculares associados a patógenos (PAMPs), incluindo diferentes ácidos nucléicos associados a patógenos [1–3]. Em geral, após a ligação do PAMP, estes PRRs são ativados para desencadear eventos de sinalização a jusante através da ativação de fatores de transcrição, tais como os fatores reguladores do interferon 3 e 7 (IRF3, IRF7) e o fator nuclear kappa B (NF-κB). Isto resulta na ativação de um programa de expressão gênica, que inclui a indução de interferon (IFN), bem como de outros genes de citocinas. Os IFNs atuam de maneira parácrina e autócrina para induzir a expressão de genes estimulados por interferon (ISGs) pelos quais um estado antipatogênico é promovido [1,3]. Os PRRs sensíveis ao ácido nucleico podem ser subdivididos em dois grupos, o compartimento utilizado, os sensores endossômicos e os sensores de ácido nucleico citosólico. Um subconjunto de receptores Toll-like (TLRs) pertence ao primeiro subgrupo, enquanto o segundo grupo inclui receptores semelhantes ao gene I induzível por ácido retinóico (RIG-I) (RLRs), proteína quinase R (PKR), oligoadenilato 20-50 proteínas sintetase (OAS 1-3), receptores semelhantes ao domínio de oligomerização de ligação a nucleotídeos (NOD) (NLRs), ausentes em receptores semelhantes a melanoma 2 (AIM2) (ALRs) e GMP-AMP sintase cíclica (cGAS) [2 ,4–10]. Além desses PRRs clássicos, foi descrita uma lista crescente de proteínas sensoras de ácidos nucleicos ou proteínas acessórias. Estes incluem helicases, ubiquitina ligases e ADP ribosiltransferases, que podem detectar certos ácidos nucleicos, auxiliar ou mediar o reconhecimento de ácidos nucleicos estranhos e acelerar a sinalização a jusante, contribuindo e modulando uma resposta imune antiviral [11–15]. Mais conhecido por suas atividades de ligação ao ácido ribonucleico viral (RNA) é o PARP13 [11]. Além disso, o PARP9 foi recentemente identificado como um sensor de RNA estranho [15]. Para PARP13, a ligação ao RNA é facilitada por domínios de dedo de zinco, enquanto para PARP9 o macrodomínio foi identificado como um módulo de ligação ao RNA viral. PARP9 e PARP13 pertencem à família da toxina semelhante à difteria da adenosina difosfato (ADP)-ribosiltransferase (ARTD), da qual um pequeno subconjunto de proteínas foi ligado à imunidade inata devido à sua capacidade de resposta aos IFNs (para leitura adicional sobre PARPs como ISGs, nós consulte uma excelente revisão recente [16]). Estas proteínas compartilham um domínio conservado de ADP-ribosiltransferase (ART), que, com exceção de PARP13, possui atividade de mono-ADP-ribosilação (MARilação). Todas essas PARPs são caracterizadas por uma série de domínios proteicos adicionais, entre eles macrodomínios, domínios de reconhecimento de RNA ou dedos de zinco. Embora as funções destes domínios associados sejam em grande parte desconhecidas, muitas delas têm sido associadas à ligação ao RNA. Assim, eles fornecem a essas proteínas a capacidade potencial de funcionar como sensores de RNA semelhante ao que foi proposto para PARP9 e PARP13 [11,15]. Juntos, levantamos a hipótese de que as PARPs indutíveis por IFN funcionam como PRRs sensíveis ao RNA e expandem as modalidades de ligação ao RNA dos PRRs clássicos conhecidos no que diz respeito às especificidades da sequência e/ou estrutura. Além disso, a ligação do RNA pode regular os seus modos de ação e funcionalidade.

2. Os Receptores Clássicos de Reconhecimento de Patógenos

2.1. PRRs compartimentados

Os receptores Toll-like envolvidos na detecção de ácidos nucleicos patogênicos são TLR3 e TLR7- 9 [4,17–19]. Esses TLRs são integrados às membranas dos endossomos com seu ectodomínio de ligação ao ácido nucleico N-terminal voltado para o interior dessas vesículas [4,17,18]. A ligação do ácido nucleico provoca a dimerização de dois TLRs, após os quais diversos processos de sinalização são iniciados [4]. Devido à sua localização, estes TLRs são capazes de responder a patógenos endocitados ou fagocitados que podem ser desmontados neste compartimento através da ação de proteases e nucleases endossomais. Como resultado, o RNA derivado do patógeno ou ácido desoxirribonucléico (DNA) é processado e exposto, fornecendo PAMPs que podem interagir com os TLRs endossômicos [18]. Isso inicia uma primeira onda de sinalização antiviral [4,18,19]. Para cobrir o reconhecimento de uma ampla gama de patógenos diferentes, esses TLRs desenvolveram diferentes preferências por ácidos nucléicos [4,18,19]. O TLR3 reconhece e liga espécies de RNA de fita dupla com base em interações eletrostáticas entre aminoácidos carregados positivamente como parte das repetições ricas em leucina no ectodomínio e na estrutura ribose-fosfato carregada negativamente do RNA. A ligação ocorre independentemente de sequências específicas de RNA [19]. Recentemente, foi demonstrada sua ativação por híbridos de RNA-DNA derivados de loop R celular, o que provoca sinalização imunológica subsequente, resultando na ativação de IRF3 (20). No entanto, ainda não está claro como o processamento da alça R é regulado e como esses híbridos, originalmente gerados no núcleo, alcançam o citosol ou mesmo são capazes de ativar esse receptor endossomal. É digno de nota que as sequências formadoras de R-Loop também foram identificadas entre os vírus, mas se estas realmente formam estruturas R-Loop e são capazes de desencadear a ativação de TLR3 precisa ser investigado [21]. TLR7 e TLR8, que estão intimamente relacionados, detectam RNA de fita simples e produtos de degradação de RNA. Tanto o TLR7 como o TLR8 abrigam dois motivos de ligação ao RNA, dos quais o primeiro reconhece uma única guanosina ou uridina, respectivamente, enquanto o segundo demonstrou mediar alguma especificidade de sequência. O TLR7 liga-se preferencialmente aos polímeros 3-, enquanto o TLR8 detecta oligorribonucleotídeos UG/UUG [22,23]. Em contraste, foi demonstrado que o TLR9 se liga ao DNA contendo o motivo CpG de fita simples [4,18].

Benefícios do suplemento cistanche – como fortalecer o sistema imunológico

2.2. PRRs citosólicos

Os principais sensores de ácidos nucleicos virais no citosol, presentes na infecção pelo vírus, são os RLRs [2,7,24]. O membro homônimo desses receptores citosólicos é RIG-I. Membros adicionais incluem o gene 5 da associação de diferenciação do melanoma (MDA5) e o laboratório de genética e fisiologia 2 (LGP2). Todas as três proteínas compartilham uma organização de domínio semelhante com um domínio central de RNA-helicase que, em conjunto com seu domínio C-terminal (CTD), medeia a ligação do RNA [2,7,24]. Em contraste com LGP2, RIG-I e MDA5 compartilham dois domínios de ativação e recrutamento de caspases (CARDs) em seu terminal N que desencadeiam eventos de sinalização downstream [2,7]. No caso do RIG-I, esses CARDs são ligados intramolecularmente pelo domínio helicase e CTD, provocando uma conformação fechada da proteína e evitando assim a sinalização a jusante na ausência de um ligante [7,25]. O reconhecimento do ácido nucleico acarreta a hidrólise do ATP pelo RIG-I e provoca a mudança para uma conformação aberta e sua oligomerização. Isso permite uma interação mais próxima da parte de ligação ao RNA com os ácidos nucleicos enquanto os CARDs são liberados para interagir com o interator mitocondrial de sinalização do vírus (MAVS) para transdução de sinal a jusante [7,24]. Este estado autoinibitório mostrado para RIG-I não ocorre para MDA5. Em vez disso, o MDA5 mostra uma conformação aberta e flexível e, portanto, desinibida. Isto implica sinalização a jusante após superexpressão de MDA5 na ausência de um ligante de RNA [26–28]. Devido à falta de CARDs, o LGP2 não pode iniciar diretamente a sinalização downstream via MAVS. Mas parece funcionar como um modulador da sinalização MDA5. Em baixos níveis de proteína, o LGP2 acelera e estabiliza a interação MDA5-RNA, enquanto altos níveis de LGP2 levam à inibição do MDA5 [27,29,30]. Para todos os três membros da família, o reconhecimento de ácidos nucleicos é facilitado pelo domínio central da helicase e pelo CTD [2,7,24]. Esses domínios proteicos facilitam a varredura de características bioquímicas localizadas na extremidade 50 das moléculas de RNA. Apesar de compartilharem domínios de helicase e CTDs comparáveis, o RIG-I e o MDA5 detectam características ligeiramente diferentes nos RNAs [31]. RIG-I prefere RNAs de fita dupla (ds) ou ssRNAs mais curtos e é ativado por 5 0 -PPP-dsRNA ou 50 -pp-dsRNA, enquanto 50 RNA monofosforilado permanece não detectado pelo RIG-I [32]. Além disso, RNAs enriquecidos em regiões poli-U/UC ou AU, bem como RNAs virais circulares, são reconhecidos pelo RIG-I [33–35]. Propõe-se que a ligação a RNAs circulares seja mediada por características estruturais do RNA ou através de proteínas acessórias de ligação ao RNA, que precisam ser identificadas [33]. O MDA5 liga-se preferencialmente a dsRNAs longos e regiões ricas em AU [28,36,37]. Foi demonstrado que LGP2 detecta uma ampla gama de diversos RNAs. Nem o status de fosforilação da extremidade 50- nem o comprimento do RNA parecem influenciar o reconhecimento e a ligação pelo LGP2 [38,39]. A detecção de RNA pelas proteínas 1–3 da família PKR ou OAS também é conhecida por contribuir para uma resposta de defesa antiviral [9,10]. O PKR reconhece moléculas de dsRNA com mais de 30 pb de maneira independente do cap [40], mas o ssRNA e a ligação estruturada de 5'-PPP-RNA foram descritos [41,42]. A ligação é facilitada por dois domínios de ligação ao RNA em tandem localizados em sua metade N-terminal, que após a ligação ao RNA iniciam a dimerização da PKR e subsequente ativação da quinase (43). OAS1-3 liga-se ao dsRNA [10,44–46]. Após a ligação do dsRNA, o OAS 1-3 sintetiza 20-50 oligoadenilatos ligados a fosfodiéster, que servem como um segundo mensageiro para desencadear a dimerização e, por sua vez, a ativação da Ribonuclease (RNase) L e, portanto, a clivagem do RNA [10,47]. Fragmentos de RNA clivados servem para amplificar a sinalização antiviral à medida que são detectados pelos PRRs [9]. Uma linha adicional de defesa imunológica é exibida por NLRs e ALRs [1,6,48]. Após a ativação, foi demonstrado que alguns NLRs e ALRs iniciam a montagem dos chamados inflamassomas, complexos enzimáticos multiproteicos nos quais eles oligomerizam e se ligam à proteína semelhante a uma mancha associada à apoptose contendo domínios CARD (ASC) para mediar a ativação proteolítica da caspase -1. Isso, por sua vez, permite a maturação de citocinas como a interleucina 1 (IL-1 ) e IL-18, contribuindo assim para uma resposta imune antiviral. Entre os NLRs, foi demonstrado que o NLRP3 é ativado por uma ampla gama de diversos RNAs [8,49]. No entanto, a interação direta com RNAs não foi demonstrada. Em vez disso, o NLRP3 é montado com proteínas acessórias, entre elas DExD/H-box RNA helicases ou TRIM ubiquitina ligases, que demonstraram permitir a detecção de RNA e subsequentemente a ativação do inflamassoma [8,49]. Em contraste com o NLRP3, o AIM2, como representante dos ALRs, é ativado pelo DNA [6,48,50].

Além do AIM2, o cGAS funciona como um sensor citosólico de DNA [5]. A ativação completa do cGAS ocorre após a ligação a moléculas de DNA mais longas. Estes permitem a dimerização do cGAS, um pré-requisito para a ativação completa. No entanto, foi demonstrado que o cGAS reconhece uma variedade de moléculas de DNA, entre elas dsDNA, ssDNA fornecendo estruturas secundárias que resultam em dsDNA ou híbridos de RNA-DNA (como, por exemplo, derivados de R-loops). Após a ligação, a sinalização é propagada através da ativação mediada por cGAMP do estimulador de genes de interferon (STING), resultando na ativação de IRF3 [5]. Assim, o cGAS pode ser ativado pelo DNA patogênico, mas também pelo DNA celular, por exemplo, em resposta ao DNA citosólico como resultado da segregação incorreta de cromossomos, micronúcleos e quebra de DNA [51]. Além desses PRRs clássicos, vários fatores hospedeiros adicionais foram identificados servindo como sensores para ácidos nucleicos estranhos, entre eles helicases DExD/H box, ligases de ubiquitina da família de motivos tripartidos (TRIM) e um número crescente de várias proteínas adicionais de ligação ao RNA [12– 14,52,53]. Além disso, a família muito heterogênea de receptores necrófagos foi implicada na imunidade inata e foi demonstrado que alguns membros se ligam a ácidos nucleicos estranhos [54]. Para algumas dessas proteínas de ligação ao RNA, a função de andaime foi implicada [3,5,12]. Eles detectam e ligam RNA estranho e o apresentam aos RLRs, contribuindo e amplificando a sinalização antiviral [3,5,12].

benefícios da cistanche para fortalecer o sistema imunológico dos homens

Clique aqui para ver os produtos Cistanche Enhance Immunity

【Peça mais】 E-mail:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

3. PARP13 – Um Sensor de RNA Viral

Uma dessas proteínas de andaime mencionadas acima, que está envolvida na resposta imune inata, é a proteína antiviral do dedo de zinco (ZAP), também conhecida como PARP13 (Figura 1). Embora não possua atividade catalítica, é conhecido por sua eficiente atividade antiviral [11]. PARP13 existe em quatro isoformas diferentes, decorrentes de splicing alternativo e poliadenilação [11,16]. As duas isoformas mais estudadas são PARP13.1 (ZAPL) e PARP13.2 (ZAPS), esta última não possui o domínio semelhante a PARP [11]. Embora o PARP13.1 pareça ser expresso constitutivamente, o PARP13.2 é induzido pela sinalização do interferon [55]. Uma interação com as 30 regiões não traduzidas (30 UTR) do RNA mensageiro do interferon (mRNA) foi descrita para PARP13.2, que é, portanto, considerada envolvida em uma resposta de feedback negativo à sinalização de IFN (55). Curiosamente, descobriu-se que PARP13.2 colocaliza-se com RIG-I quando estimulado com RNA de cadeia dupla 50 -PPP (dsRNA) e parece desempenhar um papel na promoção da produção de interferon (56). Todas as isoformas de PARP13 possuem um domínio de ligação ao RNA (RBD) que consiste em quatro motivos de dedo de zinco CH (ZnF), o segundo dos quais é conhecido por sua bolsa de ligação hidrofóbica com alta afinidade para dinucleotídeos CpG [11,57]. Os outros ZnFs apresentam fraca afinidade por RNA de sequências desconhecidas [11]. PARP13 é capaz de dimerizar, e até mesmo a multimerização de PARP13 no RNA alvo foi sugerida para defesa eficiente contra patógenos [11]. Recentemente, uma tela de interatoma de RNA do coronavírus da síndrome respiratória aguda grave tipo 2 (SARS-CoV -2) identificou PARP13, bem como seu cofator TRIM25, para se ligar diretamente ao RNA viral (58). Após a expressão ectópica de PARP13.1 e PARP13.2, PARP13.2, mas não PARP13.1, pareceu ter um efeito antiviral, conforme evidenciado por uma redução significativa na proteína não estrutural 12 (nsP12) do SARS-CoV-2 Níveis de RNA, codificando a RNA polimerase dependente de RNA viral (58). Em contraste, Nchioua e colegas relataram uma redução no acúmulo de RNA completo do SARS-CoV-2 apenas em experimentos de precisão overex PARP13.1 [59]. No entanto, para ambas as isoformas, foi observada uma redução nos níveis de RNA da proteína estrutural do pico e do nucleocapsídeo do SARS-CoV -2 (59). Diferenças na localização celular podem ser responsáveis ​​por esses achados, já que o PARP13.2 tem uma distribuição citoplasmática difusa, enquanto o PARP13.1 pode ser S-farnesilado, o que o localiza nos endolisossomos ou no retículo endoplasmático (ER) (11). SARS-CoV-2 forma vesículas de membrana dupla derivadas de ER para replicação [60]. Na verdade, foi posteriormente demonstrado que a S-farnesilação de PARP13.1 é necessária para a atenuação do SARS-CoV-2 [61]. A atividade antiviral também foi descrita contra o vírus influenza A (IAV). Embora o PARP13.1 pareça modular a expressão da proteína viral, o PARP13.2 foi descrito como direcionado diretamente ao RNA do IAV [11,62]. Liu e colegas relataram que o PARP13.1 promove a poli-ADP-ribosilação (PARilação) das proteínas polimerase do IAV, o que leva à sua subsequente ubiquitinação e degradação (62).

No entanto, como a PARP13 não tem atividade catalítica relatada, outra proteína ribosiladora de ADP precisa estar envolvida neste processo. A isoforma mais curta, PARP13.2, é capaz de se ligar ao mRNA da RNA polimerase 2 básica (PB2) do IAV e leva à sua degradação, além de impedir sua tradução (63). Este processo é neutralizado pela proteína não estrutural 1 (NS1) do IAV, que evita a ligação do RNA viral pelo PARP13.2 (63). Curiosamente, também o mRNA da NS1 parece não ser afetado pelo PARP13.2 (63). Potencialmente, isso pode ser atribuído a estruturas secundárias dentro do RNA NS1, que demonstraram formar grampos, resultando em grandes partes desse RNA sendo de fita dupla (64). Outro gênero de vírus restrito pelo PARP13 são os alfavírus como o vírus Sindbis, que é alvo do PARP13.1 em grânulos de estresse (SGs) [55]. Recentemente, diferentes grupos descobriram em experimentos de cristalização que a bolsa WWE2 de PARP13 é capaz de se ligar a uma porção ADP-ribose (ADPr) das cadeias poli-ADP-ribose (PAR) [65,66]. Xue e colegas também confirmaram estes resultados in vitro e revelaram um papel essencial de dois aminoácidos no domínio WWE2, W611 e Q668, para esta ligação. Além disso, eles demonstraram que ZnF5, WWE1 e WWE2 de PARP13 se combinam para formar um domínio que denominaram domínio central (CD) e que este CD se liga ao PAR nas células. A longa isoforma de PARP13, PARP13.1, também demonstrou ligar-se ao PAR nas células, embora não tão eficientemente quanto o CD isolado [66]. Essa ligação desempenha um papel importante nos grânulos de estresse (SGs), onde a ligação PAR é um pré-requisito para a relocalização de PARP13-CD e PARP13.1 [66]. Além disso, descobriu-se que o comprometimento mutacional da ligação de PARP13.1 ao PAR atenua sua atividade antiviral (66). A localização em grânulos de estresse também foi descrita para PARP13.2, que é cada vez mais PARilada sob estresse (67). Assim, os grânulos de estresse (SGs) permitem o acúmulo de RNA, PAR e PARP13 [66,68]. Será necessário abordar se o agrupamento contribui para a atividade antiviral da PARP13, nomeadamente promovendo a degradação do RNA ou inibindo a tradução. Vale a pena mencionar que, semelhante à PARP13, foi demonstrado que proteínas PARP adicionais se associam a SGs, sugerindo uma ação concertada ou um papel sinérgico de PARPs na formação e/ou função de SG. Apontando para uma direção semelhante está a descoberta de que a PARP13, embora não possua atividade catalítica, é ribosilada por ADP e, portanto, deve interagir estreitamente com outras enzimas PARP (67). Esta ribosilação de ADP pode controlar a função de PARP13 como, por exemplo, como mostrado para PARP7, que MARila resíduos de cisteína em ZnFs, interferindo assim na capacidade de PARP13 interagir com RNA [16]. Esperamos muitas interações adicionais entre proteínas PARP, bem como outros PRRs e efetores a jusante. Assim, como as PARPs sinergizam para o reconhecimento eficiente de ácidos nucleicos e a defesa contra patógenos são questões interessantes no campo da defesa imunológica inata.

4. A subclasse de PARPs regulamentada por IFN

4.1. A Família PARP

Com base na organização do domínio e na análise estrutural, o PARP13 é atribuído à família de ADP-ribosiltransferases semelhantes à toxina da difteria (ARTDs), que no total abrange 17 membros (69–71). Todos eles compartilham um domínio ART altamente conservado, que com exceção do PARP13 permite que essas proteínas catalisem a ribosilação de ADP. A ribosilação de ADP é uma modificação pós-tradução reversível (PTM), que é caracterizada pela adição de uma ou várias porções de ADP-ribose a um substrato (70). Com base em parte na composição de aminoácidos da tríade catalítica, enzimas individuais podem catalisar PARilação (PARP1, PARP2, TNKS1 e TNKS2) ou MARilação (PARP3, PARP4, PARP7-PARP12, PARP14-PARP16 ) [70,72]. Para fazer isso, eles consomem dinucleotídeo de nicotinamida adenina (NAD+) como cofator e transferem ADP-ribose, seja uma única porção (MARilação) ou em um processo iterativo (PARilação) múltiplas unidades com a liberação de nicotinamida [70]. PARP13 é o único membro da família sem atividade de ribosilação de ADP devido à sua incapacidade de se ligar adequadamente ao NAD+ (73). A seguir, nos concentraremos nos PARPs responsivos ao interferon (PARP 9-15; Figura 1) [16], MARilação e nas (potenciais) capacidades de detecção de ácido nucleico deste subconjunto de PARPs.

4.2. Regulação e propagação da MARilação

Como outros PTMs, a MARilação precisa ser lida e o sinal propagado. Os macrodomínios 2 e 3 do PARP14 foram identificados como leitores de MARylation [70,74,75]. Além disso, a MARilação exibe um PTM totalmente reversível, possibilitado pela atividade hidrolítica que alguns macrodomínios possuem (70). As borrachas celulares de MARilação incluem MacroD1, MacroD2 e TARG1. A desMARilação é habilitada por seu macrodomínio ativo [70]. A dobra do macrodomínio é altamente conservada entre todas as espécies de vida e também está incorporada em proteínas não estruturais de vários vírus de RNA de fita simples ((+) ss) de sentido positivo [16,76,77]. A indução de PARPs MARilantes pelo sistema IFN inato em combinação com a capacidade de vários macrodomínios virais de reverter a MARilação indica um papel antiviral das PARPs induzíveis por IFN. Além disso, foi demonstrado que as PARPs evoluíram sob forte seleção positiva, apontando adicionalmente para uma função na imunidade inata [78,79]. No entanto, os insights sobre os mecanismos e a função exata das PARPs indutíveis por IFN permanecem indefinidos. Uma possibilidade de que as PARPs induzíveis por IFN possam contribuir para uma resposta antiviral é através do reconhecimento de ácidos nucleicos estranhos. Conforme descrito anteriormente, proteínas adaptadoras como helicases DExD/H box ou PARP13 podem servir como estruturas aproximando ácidos nucleicos e proteínas efetoras. Da mesma forma, as PARPs responsivas a IFN poderiam funcionar como suportes, auxiliando assim no reconhecimento de RNA por um dos PRRs clássicos. Além disso, a sua actividade de MARilação poderia adicionar outro nível de regulação para afinar a resposta imunitária inata. Há indicações de que a presença de RNA viral pode desencadear a atividade de MARilação dessas enzimas [80,81]. Postulando que a ligação do RNA determina a atividade catalítica, também pode permitir o redirecionamento da atividade catalítica para substratos distintos. Estes podem ser fatores virais e do hospedeiro. Além disso, a especificidade alterada também pode afetar a estabilidade da proteína, por exemplo, reduzindo a automodificação, conferindo assim estabilidade a certas enzimas PARP [82]. Além disso, o RNA viral pode representar um substrato para a MARilação, já que o RNA foi identificado como MARilado tanto in vitro quanto nas células [83,84].

4.3. Organização de domínio de PARPs regulamentados por IFN

É digno de nota que todas as PARPs responsivas a IFN exibem domínios e motivos potencialmente implicados na ligação de ácidos nucleicos (Figura 1).

Figura 1. Arquitetura de domínio dos PARPs responsivos a IFN. Todos os membros da família PARP responsivos ao IFN contêm o domínio conservado da ADP-ribosiltransferase (ART) no seu terminal C. Exceto para PARP13, o domínio ART dos outros PARPs possui atividade de MARilação [72,73]. PARP9, PARP14 e PARP15 contêm repetições de macrodomínio (MD), 2 como no caso de PARP9 e PARP15 Figura 1. Arquitetura de domínio dos PARPs responsivos a IFN. Todos os membros da família PARP responsivos ao IFN contêm o domínio conservado da ADP-ribosiltransferase (ART) no seu terminal C. Exceto para PARP13, o domínio ART dos outros PARPs possui atividade de MARilação [72,73]. PARP9, PARP14 e PARP15 contêm repetições de macrodomínio (MD), 2 como no caso de PARP9 e PARP15, ou três como visto para PARP14. Além dos três macrodomínios, o PARP14 também está equipado com dois motivos de reconhecimento de RNA (RRM) no seu terminal N, conhecidos por mediar a ligação ao RNA. Da mesma forma, o PARP10 transporta dois RRMs no seu terminal N. PARP11-PARP14 abriga um (PARP11, PARP14) ou dois módulos WWE (PARP12, PARP13), conhecidos por facilitar a ligação poli-ADP-ribose. PARP12 e PARP13 N-terminalmente contêm domínios de ligação ao DNA do tipo Winged-Helix (WH-l) seguidos por cinco motivos de dedo de zinco (ZF), conhecidos por mediar a ligação a ácidos nucleicos. PARP10 é único, pois é o único membro da família equipado com motivos de interação com ubiquitina (UIMs), dos quais carrega três em sua metade C-terminal (criado com BioRender.com).

PARP12 se assemelha à estrutura geral do domínio do PARP13 e é similarmente equipado com vários ZnFs. Esses domínios são bem descritos como módulos de ligação a ácidos nucleicos, entre outras funções, e como tal amplamente envolvidos nas interações patógeno-hospedeiro (85). Isto provoca questões sobre quais funções podem ser atribuídas aos ZnFs do PARP12 e se estas estão implicadas na detecção de RNA. Há evidências acumuladas de que os macrodomínios representam um módulo adicional de ligação ao ácido nucleico. Recentemente, foi demonstrado que PARP9 se liga ao RNA viral mediado por seu primeiro macrodomínio [15]. A capacidade de ligação ao RNA também foi demonstrada para TARG1 [86]. O macrodomínio como módulo de ligação para ácidos nucleicos também foi estabelecido a partir de descobertas com alguns macrodomínios virais (MDs). Demonstrou-se que o vMD do vírus Chikungunya (CHIKV) ou o vírus da encefalite venezuelana (VEEV) se liga ao ssRNA (87), enquanto o segundo e o terceiro vMD (domínios exclusivos do SARS, SUD) do SARS-Coronavírus demonstraram ligar-se aos G-quadruplexes [88,89]. Além de PARP9, PARP14 e PARP15 pertencem às PARPs estimuladas por IFN contendo macrodomínio. Embora PARP14 macro2 e macro3, bem como PARP15 macro2 tenham sido identificados para se ligarem a MAR [75,90], a função do primeiro macrodomínio dentro de ambas as proteínas permanece indefinida. No entanto, com base em comparações de sequências, eles estão filogeneticamente mais próximos dos macrodomínios hidrolíticos codificados por vírus ssRNA, talvez permitindo-lhes postular também uma capacidade de ligação ao RNA (Figura 2). Além de seus macrodomínios, PARP14 apresenta dois motivos de reconhecimento de RNA (RRMs) próximos ao seu terminal N, que são separados por uma região intrinsecamente desordenada (IDR, de acordo com a análise da sequência de aminoácidos usando PONDR) de seus outros domínios funcionais. Este também é o caso do PARP10 (análise por PONDR) (Figura 1). Os RRMs, mas também os IDRs, individualmente ou cooperativamente, podem mediar a ligação do RNA [91–93]. Geralmente, vários RRMs funcionam em conjunto, facilitando assim a ligação adequada do RNA e conferindo especificidade do RNA (94). Será de interesse avaliar os modos de ligação ao ácido nucleico deste subconjunto de PARPs. Esses domínios realmente detectam ácidos nucleicos estranhos para contribuir para uma resposta antiviral robusta?

Figure 2. Phylogenetic tree of humans and some selected viral macrodomains. Amino acid sequences (>sp|O75367|184-370_MacroH2A1.1; >sp|Q9P0M6|184-370_MacroH2A1.2; >sp|Q9P0M6|184 -370_MacroH2A2; >sp|Q86WJ1|704-897_ALC1; >sp|Q9Y530|2-152_TARG; >sp|Q8IXQ6|107- 296_PARP9-macro1; >sp|Q8IXQ6|306-487_PARP9-macro2; >sp|Q460N5|791-978_PARP14- macro1; >sp|Q460N5|1003-1190_PARP14-macro2; >sp|Q460N5|1216-1387_PARP14-macro3; >sp|Q460N3|78-267_PARP15-macro1; >sp|Q460N3|293-464_PARP15-macro2; >sp|Q9BQ69|141- 322_MacroD1; >sp|A1Z1Q3|59-240_MacroD2; >sp|Q9NXN4|43-223_GDAP2; >sp|P36328|1330- 1489_VEEV-macro; >sp|Q8JUX6|1334-1493_CHIKV-macro; >sp|Q8QZ73|1335-1493_MAYVmacro; >sp|P0DTD1|1025-1194_SARSCoV2-macro1; >sp|P0DTD1|1231-1359_SARSCoV2- macro2; >sp|P0DTD1|1367-1494_SARSCoV-macro3; >sp|Q9WC28|775-921_HEV-macro; >sp|K9N7C7|1110-1276_MERS-macro1; >sp|K9N7C7|1278-1404_MERS-macro2) foram analisados ​​pelo CLUSTAL 2.1 e o arquivo da árvore filogenética carregado no iTOL 6.6 para gerar esta árvore filogenética [95].

4.4. PARPs regulamentados por IFN como fatores de restrição de host

Como já afirmado, o PARP12 possui uma organização de domínio semelhante ao PARP13, mas seu domínio ART exibe atividade enzimática [16] (Figura 1). Embora a PARP13 já seja conhecida por seu papel como PRR na resposta imune inata, uma função semelhante pode ser postulada para a PARP12 [11,96]. No entanto, a ligação do RNA de PARP12 não foi confirmada até agora experimentalmente, mas há evidências provenientes do recrutamento de PARP12 para SGs [67,97,98]. SGs são condensados ​​enriquecidos em mRNA devido aos complexos de tradução paralisados ​​​​dependentes de estresse e PAR [67,99]. A localização de PARP12 nesses condensados ​​depende de seus domínios ZnFs e WWE, sugerindo que a capacidade de potencialmente se ligar tanto ao RNA quanto ao PAR provoca a localização de PARP12 em SGs [97,98]. É digno de nota que, assim como a ligação ao RNA, a ligação ao PAR pelo domínio WWE do PARP12 não foi validada experimentalmente. Um papel funcional do PARP12 nos grânulos biológicos do SG ainda não foi encontrado, mas como os SG são discutidos como uma resposta de primeira linha a infecções virais, a regulação e/ou modulação desses condensados ​​pode ser um modo de ação antiviral do PARP12 [100 ]. Vale ressaltar que além de PARP13 e PARP12, PARP14 e PARP15 também foram identificadas como proteínas SG, pelo menos quando superexpressas (67). Será interessante analisar se a PARP12, análoga à PARP13, regula a renovação e/ou tradução do RNA e se isto está restrito aos RNAs virais ou também pode ser relevante para os mRNAs do hospedeiro em células infectadas e, portanto, estressadas. Uma linha adicional de evidências da PARP12 como uma proteína de ligação ao RNA é deduzida de pesquisas recentes sobre SARS-CoV-2. A identificação de fatores do hospedeiro interagindo com o genoma de RNA do SARS-CoV-2 revelou PARP12 e PARP13 como proteínas em interação [58.101].

Na verdade, a PARP12 foi identificada como um factor de restrição para alguns vírus [81,102,103]. Um mecanismo potencial que está sendo discutido é limitar a replicação do alfavírus pela modulação da tradução celular (102). Após a infecção por VEEV, o PARP12 parece ser complexo com ribossomos e várias proteínas conhecidas por desempenharem um papel na tradução (102). Isso também pode fornecer uma ligação com a biologia do SG e/ou a modulação desses condensados, à medida que são enriquecidos em complexos de tradução paralisados ​​[100]. Além disso, o PARP12 limita a replicação do vírus Zika (ZIKV) após interação com o PARP11 através de seus domínios WWE [104,105]. Aqui, o efeito restritivo é mediado pela promoção da PARilação das proteínas virais não estruturais NS1 e NS3, visando-as para degradação proteasomal [104,105]. Isto se assemelha ao modo de ação mostrado para PARP13.1 em relação às proteínas IAV sendo preparadas por PAR para degradação proteasomal (62). Novamente, presumivelmente outras enzimas PARP também estão envolvidas neste processo, já que a PARilação não é catalisada pela PARP12 nem pela PARP11 (72). PARP11 foi identificado como um regulador da sinalização de IFN. Foi demonstrado que catalisa a MARilação de -TrcP, uma ligase E3 da ubiquitina. Isso resulta na subsequente ubiquitinação e renovação do IFN/receptor 1 (IFNAR1), indicando um controle de feedback da sinalização de IFN pelo PARP11 (106). PARP9, juntamente com PARP14 e PARP15, é um dos PARPs que contém macrodomínios [16] (Figura 1). No entanto, até o momento, não foi totalmente elucidado para PARP9, se ele possui ou não atividade ribosiladora de ADP [16]. Os macrodomínios PARP9 foram identificados para se ligarem ao PAR, permitindo a co-localização do PARP9 com a enzima PARilante PARP1 após danos no DNA [107,108]. Além disso, foi discutido um papel antiviral para PARP9. Nas células dendríticas, o influenza A, um vírus de RNA de cadeia negativa, induz a expressão de PARP9 [15]. Além disso, Xing e colegas relataram um efeito protetor do PARP9 contra o vírus da estomatite vesicular do vírus RNA de sentido negativo e a infecção por reovírus dsRNA em camundongos, enquanto esse efeito não ocorre com o vírus DNA do vírus Herpes simplex tipo 1 (HSV-1 ) [15]. Eles descobriram que o primeiro macrodomínio do PARP9 é essencial para a ligação do dsRNA viral variando de 1100 pares de bases (pb) a 1400 pb (Tabela 1). Além disso, PARP9 contribui substancialmente para a produção de IFN tipo I, ativando a via de sinalização de fosfoinositídeo-3-quinase/proteína quinase B (PI3K/AKT) [15]. Para muitos processos, no entanto, PARP9 forma um heterodímero com a ubiquitina ligase E3 que exclui a ubiquitina ligase E3 L (DTX3L). Juntos, eles desempenham um papel no reparo de danos ao DNA e na defesa antiviral [15,108]. O heterodímero DTX3L / PARP9 é capaz de MARilar seletivamente a ubiquitina (108). Os autores sugerem que esta modificação depende da atividade catalítica do PARP9 (108). Russo e colegas descobriram que o heterodímero DTX3L/PARP9 desempenha um papel central na ribosilação de ADP induzida pela indução de ISGs. Isto parece ser independente da própria atividade da PARP9, sugerindo potencial crosstalk com outras PARPs MARilantes ou uma ação concertada destas proteínas. O aumento na MARilação geral é revertido pela atividade de hidrolase do macrodomínio1 SARS-CoV-2 nsP3 [109,110]. Em 2016, Iwata e colegas descobriram que o transdutor de sinal e o ativador da transcrição 1 (STAT1) e STAT6 eram ribosilados com ADP in vitro pelo PARP14, um processo suprimido pelo PARP9. Eles alegaram ainda que a fosforilação de STAT1 era inibida pela ribosilação de ADP de STAT1 mediada por PARP14 (111). Além disso, foi observado um papel antiinflamatório da PARP14 em macrófagos, promovendo a resposta da interleucina (IL)-4 e suprimindo as respostas induzidas por IFN [111]. Embora este trabalho tenha recebido fortes críticas [112], pelo menos a interação PARP{102}}PARP14 foi confirmada em experimentos de coimunoprecipitação por outros grupos [113]. Grunewald e colegas sugerem que o PARP14 pode regular a resposta do IFN, dependendo da ribosilação do ADP, mas também independente da sua atividade catalítica (114). Além disso, eles observaram aumento da replicação viral do vírus da hepatite de camundongo (MHV) em experimentos de inibição e knockdown de Parp14, sugerindo capacidades antivirais de PARP14 (114). Em experimentos de reticulação viral e purificação em fase sólida (VIR-CLASP) para o vírus Chikungunya (CHIKV), PARP14 e PARP9 foram identificados como interatores CHIKV-RNA (115). Uma triagem para interatores do genoma do IAV, por outro lado, não revelou a interação de nenhum dos mono-ARTDs (115). PARP14 tem três macrodomínios e foi relatado que macro2 e macro3 se ligam ao PARP10 MARilado, mas parecem não ter atividade de hidrolase e, portanto, são considerados leitores de MARilação (75). Curiosamente, o macrodomínio1 PARP14 foi descrito como semelhante, pelo menos no nível da sequência, ao macrodomínio SARS-CoV-2 (Figura 2) [116,117]. PARP14 é a maior das enzimas PARP e possui um motivo de reconhecimento de RNA (RRM) em seu terminal N seguido por uma longa região intrinsecamente desordenada, cuja função ainda é desconhecida (118). PARP14 liga-se ao 3'UTR do mRNA do fator tecidual em sinergia com a tristetraprolina (TTP) após estimulação com lipopolissacarídeo (LPS) (Tabela 1) (119). No entanto, quais domínios de PARP14 estão envolvidos nesta interação ou se a ribosilação de ADP mediada por PARP contribui para essa interação ainda precisa ser determinado [119]. A ligação do ácido nucleico da PARP14 também foi relatada por Riley e colegas, que encontraram dois supostos motivos de DNA reconhecidos pela PARP14 (Tabela 1). Esses motivos estão presentes na região promotora da interleucina-4 (Il-4) e Il-5 e PARP14 parece ter um papel na expressão de citocinas T auxiliares tipo 2 (Th2) [ 120]. Isto é ainda apoiado por descobertas sobre o papel da PARP14 nas reações alérgicas em camundongos (121). Descobriu-se que o PARP14 está localizado principalmente no citosol e é translocado para o núcleo após o tratamento com LPS (113). Também parece estar envolvido na translocação de outras proteínas para o núcleo, especialmente aquelas que são induzíveis por IFN (113). PARP10 é altamente expresso em células hematopoiéticas, apoiando um papel funcional na imunidade inata (122). Tal como a PARP12, a PARP10 demonstrou ser restritiva para a replicação viral [81,102,103]. Atasheva e colegas mostraram que a expressão de PARP10 de um segundo promotor subgenômico dentro do genoma do VEEV resulta na inibição da tradução (102). No entanto, como o PARP10 interfere na tradução permanece em aberto. Da mesma forma, não está claro se esta possível modulação da tradução confere à sua atividade antiviral.

Tabela 1. Visão geral das modalidades de ligação ao RNA dos PRRs clássicos e dos PARPs regulados por IFN.

Recentemente, a proteína não estrutural (nsP) 2 do CHIKV foi identificada como substrato da PARP10. A MARilação prejudica a atividade proteolítica do nsP2, que é essencial para a replicação (81). Os nsPs do CHIKV são traduzidos como poliproteínas que precisam ser processadas nos nsPs individuais, que posteriormente formam o complexo de replicação funcional (123). Assim, a actividade antiviral da PARP10 pode ser mediada, pelo menos em parte, pela modificação e regulação de proteínas virais. Curiosamente, a MARilação de CHIKV-nsP2 só foi observada quando mimetizava uma infecção viral por transfecção de um replicon de RNA transcrito in vitro. A coexpressão baseada em plasmídeo de GFP-nsP2 e PARP10 não foi suficiente para induzir a MARilação (81). Resultados semelhantes foram observados estudando a ribosilação de ADP no contexto de uma infecção pelo vírus da hepatite murina (MHV), um coronavírus. A proteína do nucleocapsídeo (N) do MHV só foi encontrada ribosilada com ADP após a infecção pelo MHV e falhou na modificação quando expressa exogenamente nas células (80). Essas descobertas fomentam a especulação. A presença de RNA viral é necessária para a ativação completa do PARP10, bem como de outros PARPs? O PARP10 no terminal N possui dois RRMs próximos ao terminal N. Isto é seguido por um domínio intrinsecamente desordenado e rico em glicina (Figura 1). Se estes permitem a ligação ao ácido nucleico precisa ser investigado para abordar a questão de saber se o PARP10 pode funcionar como PRR. Como apontado acima, o RNA foi identificado como substrato para MARilação [83,84,124,125]. Os domínios catalíticos isolados de PARP10, bem como de PARP15, são capazes de MARilar o fosfato terminal 50 de ssRNA in vitro. No entanto, as variantes completas destas proteínas não conseguiram fazê-lo in vitro [83,84]. A ADP-ribosiltransferase identificada para MARylate RNA como uma proteína completa in vitro e em células é TRPT-1. Foi demonstrado que a marilação de 50 -P-RNA impede a tradução (84).

4.5. Perspectiva sobre PARPs regulados por IFN como sensores de RNA viral

cistanche tubulosa – melhora o sistema imunológico

O que pode ser extraído dessas descobertas? Muito claramente, os PARPs estão envolvidos na defesa antiviral. Há evidências crescentes que ligam este subconjunto de enzimas PARP responsivas ao IFN à imunidade inata, conforme resumido em revisões recentes [16,109,118]. No entanto, como este é um campo de investigação bastante emergente e em rápido desenvolvimento, existem muitas questões em aberto a serem abordadas e respondidas. Além da indução por IFNs, dificilmente entendemos como são reguladas a expressão desses genes PARP e a função das proteínas codificadas. Como é regulada a sua atividade catalítica? É necessária uma regulamentação precisa da atividade MAR? Como é alcançada a renovação dessas proteínas? Quais são as funções dos diversos domínios proteicos com os quais essas proteínas PARP estão equipadas? Existe interferência entre esses diferentes domínios e, estendendo-se a isso, eles fornecem funcionalidade separada da atividade MAR? Além disso, como as enzimas individuais sinergizam para contribuir para o estabelecimento de uma resposta antiviral robusta? Quais são as moléculas de substrato (proteínas ou ácidos nucleicos) para ajustar uma resposta imune a um ou outro patógeno? Como a especificidade é alcançada? Nesta última seção, gostamos de especular sobre possíveis respostas a essas perguntas. Com base na organização de seus domínios (Figura 1), especulamos que esse subconjunto de PARPs interage com ácidos nucleicos estranhos, mas possivelmente também celulares. Os RNAs virais exibem muitas estruturas secundárias, que juntamente com a sequência e/ou modificação do RNA podem permitir o reconhecimento e a ligação [126,127]. Essas estruturas secundárias complexas, localizadas principalmente nas 5'UTR e 3'UTR dos RNAs virais, protegem-nas do reconhecimento por muitos sensores de ssRNA (128). Além disso, os vírus desenvolveram diferentes estratégias, como cap-snatching (roubar a capa do mRNA do hospedeiro) ou imitação de capa para evitar o reconhecimento pelos PRRs clássicos (129). Assim, é concebível que PARPs, como o PARP9, entrem em ação (Figura 3). Ao se ligarem ao RNA, eles podem auxiliar na ativação dos PRRs clássicos, como foi demonstrado para PARP13 em conjunto com RIG-I [11].

Figura 3. PARPs regulados por IFN como sensores de RNA estranho e possíveis consequências desta interação.

Uma ligação direta com a ativação do inflamassoma ainda não foi elucidada, mas o NLRP3, que é ativado em uma ampla gama de RNAs, depende totalmente de proteínas acessórias, pois não possui capacidade intrínseca de ligação ao RNA [49]. Nesses cenários, as PARPs poderiam entrar em ação para detectar ácidos nucleicos e, como consequência, ligar-se e mediar a ativação do PRR. Isso pode ser controlado pela MARilação. Na verdade, a ribosilação de ADP de NLRP3 já foi demonstrada. A PARilação por PARP1 contribui para sua ativação e subsequente montagem do inflamassoma (130). Foi demonstrado que a MARilação adicional de NLRP3 por toxinas bacterianas contribui para a ativação do inflamassoma (131). Será interessante testar se as PARPs reguladas por IFN podem unir a detecção de RNA e a ativação do inflamassoma e se isso é independente da MARilação. A ligação ao RNA pode desencadear a ativação das enzimas PARP e contribuir para a especificidade, conforme sugerido pelos achados com CHIKV-nsP2 ou a proteína N do MHV (Figura 3) [80,81]. Nestes estudos, a modificação das proteínas virais só pôde ser observada após a infecção e, portanto, a presença de RNA viral. O conceito de ativação enzimática dependente de ácido nucleico é conhecido há muito tempo para PARP1, que é totalmente ativado apenas na presença de DNA cortado devido ao crosstalk entre ZnF III e o domínio ART (132). Tal crosstalk de domínio também é bem imaginável para os PARPs regulados por IFN. Outro modo de ativação, embora altamente especulativo no momento, pode ser comparável à forma como o RIG-I é ativado [25]. Os RRMs e a longa região rica em glicina intrinsecamente desordenada presente em PARP10 e PARP14 podem contribuir para uma conformação inativa, que se abre quando as proteínas interagem com o RNA (Figura 3). Uma tal conformação mais aberta poderia então permitir a actividade catalítica e/ou o reconhecimento de substratos. Assim, será interessante esclarecer se tais interações intramoleculares ocorrem e como estas são reguladas. Além disso, a promiscuidade das enzimas PARP foi discutida recentemente [133]. A promiscuidade pode ser superada por cofatores. Por exemplo, HPF -1 direciona a atividade de PARP1 para a modificação de serina e DTX3L foi discutido para conferir atividade catalítica de PARP9 [108.134]. Uma ideia interessante é que, além das proteínas que atuam como cofatores, o RNA também pode transmitir especificidade, mudando assim um repertório potencial de substratos (Figura 3). Pensando melhor nisso, a ligação do RNA também pode resultar na modificação específica do substrato em vez da automodificação. Além disso, foi demonstrado que a inibição da atividade catalítica de algumas PARPs aumenta a sua estabilidade, indicando que a automodificação provoca degradação proteasomal [82]. Assim, a ligação ao RNA destas PARPs pode reduzir a automodificação devido às alterações na especificidade do substrato, promovendo assim a estabilidade das PARPs responsivas ao IFN. Este aumento na proteína pode ser importante para aumentar a capacidade celular de reconhecer ácidos nucleicos de patógenos. Além disso, uma vez resolvido o estresse de infecção e o RNA estranho eliminado das células, os PARPs voltariam à automodificação, promovendo sua degradação. Assim, tal cenário aumentaria inicialmente e subsequentemente participaria no desligamento oportuno da resposta imune inata, evitando assim efeitos tóxicos devido ao facto de ultrapassar a imunidade. As capacidades de ligação ao RNA das enzimas PPARP podem interferir na tradução viral. Os alfavírus, por exemplo, contêm alto conteúdo de CpG e, portanto, são reconhecidos e visados ​​pelo PARP13 (129). PARP13, por sua vez, demonstrou interagir com o fator de iniciação de tradução eucariótica 4G (eIF-4G) e eIF-4A (129). PARPs associados a macrodomínios podem interferir na tradução do RNA do SARS-CoV-2. O SARS-CoV-2 nsP3 localiza-se em vesículas de membrana dupla derivadas de ER [60]. O SUD de nsP3, consistindo em dois macrodomínios virais e o domínio anterior à protease 2 semelhante à ubiquitina (Ubl2) e à protease 2 semelhante à papaína (PL2pro) (DPUP), demonstrou interagir com ribossomos e proteína 1 que interage com a proteína de ligação ao poliadenilato ( PAIP1) [128]. Esta interação é considerada crucial para a tradução viral. Além disso, sabe-se que os macrodomínios no SUD são capazes de ligar G-quadruplexes e, no caso do macro3, provavelmente poli-A (128). A ligação do RNA viral aos macrodomínios nsP3 SUD também poderia protegê-los do reconhecimento pelos macrodomínios humanos. No entanto, esta suposição ainda é bastante vaga, pois ainda não foi demonstrado que o RNA viral se liga aos MDs CoV-2 SUD, nem que os MD humanos seriam capazes de se envolver com o RNA viral aqui. Alternativamente, os macrodomínios virais podem ligar-se aos mRNAs do hospedeiro e, assim, impedir a sua tradução juntamente com o nsP1 (128). No entanto, em ambos os casos também é interessante notar a proximidade da macro1 viral adjacente ao N-terminal do SUD. Macro1 tem atividade hidrolase, sugerindo que PARPs ou ribosilação de ADP estão envolvidas na atenuação de vírus, interferindo em sua tradução (135). O próprio RNA viral poderia ser um substrato (Figura 3). Estudos in vitro não conseguiram mostrar a MARilação por PARP10 ou PARP15 de comprimento total (84). No entanto, dada a natureza artificial do estiramento 5'-P-RNA utilizado nestas experiências in vitro, a modificação do ARN pelas enzimas PARP não pode ser excluída. Novamente, motivos estruturais e/ou sequenciais do RNA podem ser importantes para a ligação e para alterar a atividade e/ou especificidade da MARilação, aspectos a serem elucidados em pesquisas futuras. A interação e colaboração entre PARPs também poderiam ser mediadas pelo RNA. Vários desses PARPs, pelo menos quando superexpressos, parecem formar condensados ​​nas células (136). O RNA desempenha um papel importante como estrutura em muitos condensados. A MARilação pode, além do RNA, permitir o recrutamento dessas PARPs para tais condensados. Com base em estudos com TARG1, a ligação ao RNA e a ligação APD-ribose parecem não ser exclusivas, sugerindo que os macrodomínios podem muito bem ser capazes de reconhecer sinais MAR, bem como RNA ao mesmo tempo [86]. Após esta ideia bastante especulativa de PARPs como sensores de RNA estranho e a consequência potencial desta interação RRNA, ainda há uma questão óbvia a ser respondida. Os PARPs regulamentados por IFN precisam de regulamentação rigorosa? Como estão envolvidos na imunidade inata, a desregulação ou a ativação de mutações ligam os PARPs a doenças autoimunes? É digno de nota também que as enzimas PARP podem atuar como uma faca de dois gumes, não apenas desempenhando um papel antiviral, mas também sendo exploradas por alguns vírus. Um desses candidatos pode ser o PARP11, como contrapeso para a sinalização de IFN [106].

cistanche tubulosa – melhora o sistema imunológico

5. Conclusões

Os últimos anos criaram várias linhas de evidência indicando que um subconjunto das ARTDs MARilantes desempenha um papel na imunidade inata. Com proteínas e recentemente também RNA sendo substratos de mecanismos potenciais de MARilação e como eles conferem uma resposta antiviral robusta estão sendo discutidos e avaliados. Além do domínio ART e da modulação por atividade catalítica, os papéis potenciais de vários outros domínios, com os quais as PARPs reguladas por IFN estão equipadas, estão a entrar em foco pelas suas possíveis contribuições para atividades antivirais. Certamente, estamos longe de compreender os detalhes necessários das funções destas proteínas PARP para traçar um quadro abrangente do seu envolvimento na imunidade inata. No entanto, nesta revisão, apresentamos possibilidades de como os domínios adicionais além do domínio ART podem contribuir para a sinalização imune inata. A obtenção de uma compreensão mais completa das suas funções e da interação com fatores virais e do hospedeiro, tanto proteínas como RNA, definirá certamente novos pontos de partida para a intervenção farmacológica.

Referências

1. Carty, M.; Cara, C.; Bowie, AG Detecção de infecções virais por imunidade inata. Bioquímica. Farmacol. 2021, 183, 114316. [CrossRef] [PubMed]

2. Comida, KT; Gale, M. Jr.; Loo, YM RIG-I e outros sensores de RNA em imunidade antiviral. Anu. Rev. 2018, 36, 667–694. [CrossRef] [PubMed]

3. Disse, EA; Tremblay, N.; Al Balushi, MS; Al Jabri, AA; Lamarre, D. Vírus vistos por nossas células: o papel dos sensores de RNA viral. J. Imunol. Res. 2018, 2018, 9480497. [CrossRef] [PubMed]

4. Fitzgerald, KA; Kagan, JC Receptores Toll-like e o Controle da Imunidade. Célula 2020, 180, 1044–1066. [RefCruz]

5. Hopfner, KP; Hornung, V. Mecanismos moleculares e funções celulares da sinalização cGAS-STING. Nat. Rev. Biol celular. 2020, 21, 501–521. [RefCruz]

6. Lugrin, J.; Martinon, F. O inflamassoma AIM2: Sensor de patógenos e perturbações celulares. Imunol. 2018, 281, 99–114. [RefCruz]

7. Rehwinkel, J.; Gack, receptores do tipo MU RIG-I: sua regulação e papéis na detecção de RNA. Nat. Rev. 2020, 20, 537–551. [RefCruz]

8. Zhao, C.; Zhao, W. Inflamassoma NLRP3 - um ator-chave nas respostas antivirais. Frente. Imunol. 2020, 11, 211. [CrossRef]

9.Schlee, M.; Hartmann, G. Discriminando o próprio do não-próprio na detecção de ácido nucleico. Nat. Rev. 2016, 16, 566–580. [RefCruz]

10.Schwartz, SL; Conn, GL RNA regulação da proteína antiviral 20 -50 -oligoadenilato sintetase. Wiley Interdisciplinar. Rev. RNA 2019, 10, e1534. [RefCruz]

11. Ficarelli, M.; Neil, SJD; Swanson, CM Restrição direcionada à expressão e replicação de genes virais pelo sistema antiviral ZAP. Anu. Rev. Virol. 2021, 8, 265–283. [RefCruz]

12. Oshiumi, H.; Kouwaki, T.; Seya, T. Fatores acessórios de sensores de RNA viral citoplasmático necessários para resposta imune inata antiviral. Frente. Imunol. 2016, 7, 200. [CrossRef]

13. Su, C.; Tang, YD; Zheng, C. DExD/H-box helicases: Reguladores multifuncionais na imunidade inata antiviral. Célula. Mol. Ciência da Vida. 2021, 79, 2. [CrossRef]

14. Williams, FP; Haubrich, K.; Pérez-Borrajero, C.; Hennig, J. Papéis emergentes de ligação ao RNA na família TRIM de ligases de ubiquitina. Biol. Química. 2019, 400, 1443–1464. [RefCruz]

15.Xing, J.; Zhang, A.; Du, Y.; Fang, M.; Minze, LJ; Liu, YJ; Li, XC; Zhang, Z. Identificação de poli(ADP-ribose) polimerase 9 (PARP9) como um sensor não canônico para vírus RNA em células dendríticas. Nat. Comum. 2021, 12, 2681. [CrossRef]

16. Luscher, B.; Verheirstraeten, M.; Krieg, S.; Korn, P. Mono-ADP-ribosiltransferases intracelulares na interfase hospedeiro-vírus. Célula. Mol. Ciência da Vida. 2022, 79, 288. [CrossRef]

17.Duan, T.; Du, Y.; Xing, C.; Wang, HY; Wang, Sinalização de receptor RF Toll-Like e seu papel na imunidade mediada por células. Frente. Imunol. 2022, 13, 812774. [CrossRef]

18. Lind, NA; Rael, VE; Pestal, K.; Liu, B.; Barton, GM Regulação dos receptores Toll-like sensíveis ao ácido nucleico. Nat. Rev. 2022, 22, 224–235. [RefCruz]

19. Vierbuchen, T.; Stein, K.; Heine, H. O RNA está cobrando seu preço: Impacto dos receptores Toll-like específicos do RNA na saúde e na doença. Alergia 2019, 74, 223–235. [RefCruz]

20. Crossley, deputado; Canção, C.; Bocek, MJ; Choi, JH; Kousorous, J.; Sathirachinda, A.; Lin, C.; Brickner, JR; Bai, G.; Lans, H.; e outros. Híbridos de RNA-DNA citoplasmático derivados de loop R ativam uma resposta imune. Natureza 2023, 613, 187–194. [RefCruz]

21. Wongsurawat, T.; Gupta, A.; Jenjaroenpun, P.; Owens, S.; Forrest, JC; Nookaew, I. Análise de sequências formadoras de loop R em milhares de genomas virais identificam um novo elemento comum em herpesvírus. Ciência. Rep. 2020, 10, 6389. [CrossRef] [PubMed]

22. Tanji, H.; Ohto, U.; Shibata, T.; Taoka, M.; Yamauchi, Y.; Isobe, T.; Miyake, K.; Shimizu, T. Toll-like receptor 8 detecta produtos de degradação de RNA de fita simples. Nat. Estrutura. Mol. Biol. 2015, 22, 109–115. [CrossRef] [PubMed]

23.Zhang, Z.; Ohto, U.; Shibata, T.; Krayukhina, E.; Taoka, M.; Yamauchi, Y.; Tanji, H.; Isobe, T.; Uchiyama, S.; Miyake, K.; e outros. A análise estrutural revela que o receptor Toll-like 7 é um receptor duplo para guanosina e RNA de fita simples. Imunidade 2016, 45, 737–748. [CrossRef] [PubMed]

24. Thoresen, D.; Wang, W.; Galhas, D.; Guo, R.; Xu, L.; Pyle, AM O mecanismo molecular de ativação e sinalização RIG-I. Imunol. Rev. 2021, 304, 154–168. [CrossRef] [PubMed]

25. Wang, W.; Pyle, AM O receptor RIG-I adota duas conformações diferentes para distinguir ligantes de RNA hospedeiro de vírus. Mol. Célula 2022, 82, 4131–4144.e6. [RefCruz]

26. Berke, IC; Li, Y.; Modis, Y. Base estrutural do reconhecimento imunológico inato do RNA viral. Célula. Microbiol. 2013, 15, 386–394. [RefCruz]

27. Bruns, AM; Horvath, CM LGP2 sinergia com MDA5 no reconhecimento de RNA mediado por RLR e sinalização antiviral. Citocina 2015, 74, 198–206. [RefCruz]

28. Wu, B.; Peisley, A.; Richards, C.; Yao, H.; Zeng, X.; Lin, C.; Chu, F.; Walz, T.; Hur, S. Base estrutural para reconhecimento de dsRNA, formação de filamentos e ativação de sinal antiviral por MDA5. Célula 2013, 152, 276–289. [RefCruz]

29. Satoh, T.; Kato, H.; Kumagai, Y.; Yoneyama, M.; Sato, S.; Matsushita, K.; Tsujimura, T.; Fujita, T.; Akira, S.; Takeuchi, O. LGP2 é um regulador positivo das respostas antivirais mediadas por RIG-I e MDA5-. Processo. Nacional. Acad. Ciência. EUA 2010, 107, 1512–1517. [RefCruz]

30. Zhu, Z.; Zhang, X.; Wang, G.; Zheng, H. O laboratório de genética e fisiologia 2: Insights emergentes sobre as funções controversas deste receptor semelhante ao RIG-I. BioMed Res. Interno. 2014, 2014, 960190. [CrossRef]

31. Sanchez David, RY; Combredet, C.; Sismeiro, O.; Dillies, MA; Jagla, B.; Coppee, JY; Mura, M.; Guerbois Galla, M.; Despres, P.; Tangy, F.; e outros. Análise comparativa de assinaturas de RNA viral em diferentes receptores do tipo RIG-I. Elife 2016, 5, e11275. [RefCruz]

32. Ren, X.; Linehan, M.M.; Iwasaki, A.; Pyle, AM RIG-I discrimina seletivamente contra 50 -RNA monofosfato. 2019, 26, 2019–2027.e2014. [RefCruz]

33. Li, X.; Liu, CX; Xue, W.; Zhang, Y.; Jiang, S.; Yin, QF; Wei, J.; Yao, RW; Yang, L.; Chen, LL Coordenou a Biogênese e Função do circRNA com NF90/NF110 em Infecção Viral. Mol. Célula 2017, 67, 214–227.e217. [RefCruz]

34. Saito, T.; Owen, DM; Jiang, F.; Marcotrigiano, J.; Gale, M., Jr. Imunidade inata induzida pelo reconhecimento RIG-I dependente da composição do RNA do vírus da hepatite C. Natureza 2008, 454, 523–527. [RefCruz]

35.Schnell, G.; Olá, YM; Marcotrigiano, J.; Gale, M., Jr. A composição de uridina do trato poli-U/UC do RNA do HCV define o não auto-reconhecimento pelo RIG-I. PLoS Pathog. 2012, 8, e1002839. [RefCruz]

36. Peisley, A.; Jo, MH; Lin, C.; Wu, B.; Orme-Johnson, M.; Walz, T.; Hohng, S.; Hur, S. Mecanismo cinético para discriminação de comprimento de dsRNA viral por filamentos MDA5. Processo. Nacional. Acad. Ciência. EUA 2012, 109, E3340–E3349. [RefCruz]

37. Peisley, A.; Lin, C.; Wu, B.; Orme-Johnson, M.; Liu, M.; Walz, T.; Hur, S. Montagem cooperativa e desmontagem dinâmica de filamentos MDA5 para reconhecimento de dsRNA viral. Processo. Nacional. Acad. Ciência. EUA 2011, 108, 21010–21015. [RefCruz]

38. Pippig, DA; Hellmuth, JC; Cui, S.; Kirchhofer, A.; Lammens, K.; Lammens, A.; Schmidt, A.; Rothenfusser, S.; Hopfner, KP O domínio regulador da família RIG-I ATPase LGP2 detecta RNA de fita dupla. Ácidos Nucleicos Res. 2009, 37, 2014–2025. [RefCruz]

39.Uchikawa, E.; Lethier, M.; Malet, H.; Brunel, J.; Gerlier, D.; Cusack, S. Análise Estrutural da Ligação de dsRNA aos Receptores de Reconhecimento de Padrões Antivirais LGP2 e MDA5. Mol. Célula 2016, 62, 586–602. [RefCruz]

40. Lemaire, PA; Anderson, E.; Lary, J.; Cole, JL Mecanismo de ativação de PKR por dsRNA. J. Mol. Biol. 2008, 381, 351–360. [RefCruz]

41.Zheng, X.; Bevilacqua, PC Ativação da proteína quinase PKR por RNAs curtos de fita dupla com caudas de fita simples. RNA 2004, 10, 1934–1945. [CrossRef] [PubMed]

42. Nallagatla, SR; Hwang, J.; Toroney, R.; Zheng, X.; Cameron, CE; Bevilacqua, PC 50 -ativação de PKR dependente de trifosfato por RNAs com hastes curtas. Ciência 2007, 318, 1455–1458. [CrossRef] [PubMed]

43. Cole, JL Ativação do PKR: Um caso aberto e fechado? Tendências Bioquímica. Ciência. 2007, 32, 57–62. [CrossRef] [PubMed]

44. Donovan, J.; Dufner, M.; Korennykh, A. Base estrutural para vigilância de RNA de fita dupla citosólica por oligoadenilato sintetase humana 1. Proc. Nacional. Acad. Ciência. EUA 2013, 110, 1652–1657. [RefCruz]

45. Ibsen, MS; Gade, HH; Thavachelvam, K.; Boesen, T.; Despres, P.; Hartmann, R. As enzimas 20 -50 -oligoadenilato sintetase 3 sintetizam potentemente os 20 -50 -oligoadenilatos necessários para a ativação da RNase L. J. Virol. 2014, 88, 14222–14231. [RefCruz]

46. ​​Koul, A.; Deo, S.; Booy, EP; Orriss, GL; Genung, M.; McKenna, SA Impacto das características do RNA de fita dupla na ativação da 20 -50 -oligoadenilato sintetase 2 humana (OAS2). Bioquímica. Célula. Biol. 2020, 98, 70–82. [RefCruz]

47. Huang, H.; Zeqiraj, E.; Dong, B.; Jha, BK; Duffy, NM; Orlicky, S.; Thevakumaran, N.; Talukdar, M.; Pillon, MC; Cecarelli, DF; e outros. A estrutura dimérica da pseudoquinase RNase L ligada a 2-5A revela uma base para a atividade antiviral induzida por interferon. Mol. Célula 2014, 53, 221–234. [RefCruz]

48. Homem, SM; Karki, R.; Kanneganti, TD Inflamassoma AIM2 em infecção, câncer e autoimunidade: Papel na detecção de DNA, inflamação e imunidade inata. EUR. J. Imunol. 2016, 46, 269–280. [RefCruz]

49. Xiao, TS Os inflamassomas sensíveis ao ácido nucleico. Imunol. Rev. [RefCruz]

50. Kumar, V. A Trindade de cGAS, TLR9 e ALRs Guardiões da Galáxia Celular Contra Auto-DNA Derivado de Host. Frente. Imunol. 2020, 11, 624597. [CrossRef]

51. Krupina, K.; Goginashvili, A.; Cleveland, DW Causas e consequências dos micronúcleos. Curr. Opinião. Biol celular. 2021, 70, 91–99. [RefCruz]

52. Bohn, JA; Da Silva, J.; Kharytonchyk, S.; Mercedes, M.; Vosters, J.; Telesnitsky, A.; Hatziioannou, T.; Smith, JL A flexibilidade na ligação do ácido nucleico é fundamental para a atividade antiviral do APOBEC3H. J. Virol. 2019, 93, e01275-19. [RefCruz]

53. Fullam, A.; Schroder, M. DExD/H-box RNA helicases como mediadores de imunidade inata antiviral e fatores essenciais do hospedeiro para replicação viral. Bioquímica. Biofísica. Acta 2013, 1829, 854–865. [RefCruz]

54. Cantão, J.; Neculai, D.; Grinstein, S. Receptores necrófagos na homeostase e imunidade. Nat. Rev. 2013, 13, 621–634. [RefCruz]

55. Schwerk, J.; Soveg, FW; Ryan, AP; Tomás, KR; Hatfield, LD; Ozarkar, S.; Forero, A.; Kell, AM; Roby, JA; Então, L.; e outros. As isoformas da proteína de ligação ao RNA ZAP-S e ZAP-L têm funções distintas de resolução antiviral e imunológica. Nat. Imunol. 2019, 20, 1610–1620. [RefCruz]

56. Hayakawa, S.; Shiratori, S.; Yamato, H.; Kameyama, T.; Kitatsuji, C.; Kashigi, F.; Vá para s.; Kameoka, S.; Fujikura, D.; Yamada, T.; e outros. ZAPS é um potente estimulador de sinalização mediado pela RNA helicase RIG-I durante respostas antivirais. Nat. Imunol. 2011, 12, 37–44. [RefCruz]