Alterações na atividade antioxidante durante a fermentação da enzima

Capítulo 4 Mudanças na atividade antioxidante durante a fermentação da enzima

As frutas são ricas em nutrientes e vêm em muitas variedades. A produção de substâncias durante a fermentação é complexa e variada, e há muitos estudos sobre seusatividade antioxidante. As pessoas estão sempre explorando e descobrindo, procurando alimentos que sejam benéficos parasaúde humana, então as enzimas se tornaram um tópico quente nos últimos anos. O processo tradicional de produção de enzimas é obter enzimas pela fermentação natural de frutas e vegetais. Com base em pesquisas anteriores, este artigo adiciona 4 bactérias de fermentação benéfica. Esta própria bactéria também existe na enzima. Após a adição adicional de bactérias, o número e o tipo de microorganismos no processo de fermentação são alterados. Que efeito essa mudança terá sobre sua atividade antioxidante? No capítulo anterior, tomamos maçãs como um exemplo para uma explicação detalhada. A comparação da atividade antioxidante do grupo experimental e do grupo controle em diferentes concentrações de enzimas mostrou que a atividade antioxidante da enzima no grupo experimental era maior que a do grupo controle. A intensidade da atividade antioxidante também reflete a confiabilidade da enzima de uma certa maneira.

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Este capítulo adiciona frutas comuns peras e citros ao experimento original, e rastreia e detecta as mudanças em seusatividade antioxidantedurante a fermentação. Com base na redução dos custos, por meio de experimentos, esperamos refletir de maneira mais abrangente a atividade biológica das enzimas após a adição de bactérias e fornecer uma certa base teórica e suporte de dados para a produção de enzimas microbianas By Inoculação artificial de cepas.

 

 

 

4.1 Materiais e Métodos

4.1.1 Materiais

(1) Materiais experimentais

Lave maçãs frescas, peras e frutas cítricas com água estéril em condições estéreis, seque -as naturalmente em uma mesa de operação estéril, descasque -as e corte -as para uso posterior. Adicione o açúcar branco e as frutas a uma jarra de vidro esterilizada a uma proporção de massa de 1: 1. Ative as bactérias necessárias para o experimento e inoculá -las na enzima de acordo com o esquema ideal (esta etapa de operação é omitida para o grupo controle), sele e coloque -o em um local frio e seco. Pegue amostras em diferentes períodos de fermentação à temperatura ambiente para obter todo o líquido enzimático que contém polpa de frutas e filtá -la. Tome o sobrenadante como a amostra experimental e use-a para medir dados relevantes após centrifugando-os em 10, 000 rpm em uma centrífuga de alta velocidade por 15 minutos. Vale ressaltar que, no processo de fabricação de enzimas, a fim de evitar contaminação desnecessária, todas as nossas operações são realizadas sob condições estéreis.

(2) Instrumentos principais

Os instrumentos necessários para o experimento são os mesmos que 3.1.1 (2).

 

4.1.2 Métodos

(1) Alterações no conteúdo total de fenol durante a fermentação

Foi adicionado 450μl de solução de amostra com água destilada para fazer o volume de 46 ml e, em seguida, foram adicionados 1 ml de reagente folin-fenol. Misture bem e reaja por 3min. Em seguida, foi adicionado 3 ml de 20% de NaCO3. A mistura foi agitada em um banho de água temperatura constante a 25 graus por 2h. A água destilada foi usada como controle em branco. A absorvância A foi medida a 760 nm por espectrofotômetro. Três repetições foram realizadas para cada tratamento. O conteúdo total de fenol foi calculado de acordo com a equação da curva padrão.

(2) mudanças na redução do poder durante a fermentação

Adicione 45 0 μl de amostra a 2,5 ml de tampão fosfato com uma concentração de 0. 2mol/L e um valor de pH de 6,6 e adicione 2,5 ml de ferriciano de potássio (W/V) com uma concentração de massa de 1%, reAt em 5 { (p/v) Com uma concentração de massa de 10%, a centrífuga a 3000 rpm por 10 minutos, retire e imediatamente desenhe 2,5 ml de sobrenadante em um frasco volumétrico, adicione 2,5 ml de água destilada e 0,5 ml de cloreto férrico (W/V) com uma concentração de 0,1%. Use a água destilada como controle em branco e meça a absorvância A a um comprimento de onda de 700 nm com um espectrofotômetro. Realize 3 repetições para cada tratamento. A força da redução do poder é determinada com base no valor da absorvância.

 

(3) Alterações na capacidade de eliminação de radicais do ânion superóxido durante a fermentação
Coloque 4,5 ml de 0. {{1 0}} 5 mol/l pH 8,2 tampão Tris-HCl em um banho de água de temperatura constante e ajuste a temperatura para 25 graus. Após 20 min, adicione 1 ml de solução de amostra enzimática e 0,4 ml de solução de pirogalol com uma concentração molar de 25 mmol/L. Misture bem e coloque em um banho de água de 25 graus por 5 min. Adicione 1,0 ml de 8 mol/l HCl para encerrar a reação. Use o tampão Tris-HCl como referência e use um espectrofotômetro para medir a absorvância A a 299 nm para calcular a taxa de eliminação. O grupo de controle em branco usa 1 ml de solvente em vez de amostra. A taxa de eliminação de radicais do ânion superóxido é calculada de acordo com a Fórmula 4.1: taxa de eliminação de radicais do ânion superóxido (%)=(a 1- a2)/a1 × 100 (4.1) onde: a1 é a absorção do grupo de controle em branco; A2 é a absorvância da solução de amostra enzimática do grupo experimental.

 

(4) Alterações na capacidade de eliminação de radicais hidroxila durante a fermentação

 

Add water to 450μL sample solution to 2mL, then add it to 1.4mL of hydrogen peroxide with a molar mass concentration of 6mmol/L, then add 0.6mL of sodium salicylate with a molar mass concentration of 20mmol/L and 2mL of ferrous sulfate with a molar mass concentration of 1.5mmol/L, and heat in a constant temperature water bath at 37 degree for 1h. Zero com água destilada e meça a absorvância A a um comprimento de onda de 562Nm com um espectrofotômetro. Três repetições foram realizadas para cada tratamento. A taxa de eliminação de radicais hidroxila foi calculada de acordo com a Fórmula 4.2: taxa de eliminação de radicais hidroxila (%)=[(a 1- a2)/a1] × 100 (4.2) onde: a1 é a absorvância média do espaço em branco; A2 é a absorvância média da solução de amostra.

 

(5) Alterações na capacidade de eliminação de radicais livres DPPH durante a fermentação
Transfira com precisão 2 ml de solução de amostra enzimática para um frasco volumétrico de 1 0 ml e adicione 2 ml de solução aquosa de etanol de 80% DPPH para o frasco volumétrico, com uma concentração de massa molar de 2 × 10-4} Mol/l. Misture bem e deixe ficar à temperatura ambiente por 30 min. Tome 80% de solução de etanol como referência e meça a absorvância da amostra a um comprimento de onda de 517 nm, que é registrado como A1. Misture 2 ml de solução DPPH e 2 ml de solução de etanol a 80% e meça sua absorvância no mesmo comprimento de onda, que é registrado como A0. Misture 2 ml de solução enzimática e 2 ml de solução de etanol a 80% e meça sua absorvância no mesmo comprimento de onda, que é registrado como A2. Três repetições foram realizadas para cada tratamento. Calcule a taxa de eliminação de radicais livres DPPH de acordo com a Fórmula 4.3:
Taxa de eliminação de radicais livres DPPH (%) {{0}} [1-} (a 1- a2)/a 0] × 100 (4.3) onde: a1 é a absorção média de 2 ml; A2 é a absorvância de 2 ml de solução enzimática e 2 ml de solução mista de etanol a 80%; A0 é a absorvância de 2 ml de solução DPPH e 2 ml de solução mista de etanol a 80%.

(6) Alterações na capacidade de eliminação de radicais livres ABTS durante a fermentação
A solução de amostra de 8 μL foi suplementada a 10 μL com tampão fosfato (5 mmol/l pH 7,4) e depois misturada uniformemente com 10 ml de sulfato de potássio e solução mista de ABTS para reagir a uma temperatura de reação de 30 graus e um tempo de reação de 5 min. Zero a solução com água destilada e meça a absorvância A a um comprimento de onda de 734 nm usando um espectrofotômetro. Três repetições foram realizadas para cada tratamento. A taxa de eliminação de radicais livres do ABTS foi calculada de acordo com a Fórmula 4.4:
Taxa de eliminação de radicais livres ABTS (%)=[(a 1- a2)/a1] × 100 (4.4) onde: a1 é a absorvância do grupo controle em branco; A2 é a absorvância do grupo experimental da amostra.